La detección inmunológica de alérgenos alimentarios promueve una conducta de evitación

Dec 03, 2023

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Además de su función canónica de protección contra patógenos, el sistema inmunológico también puede alterar el comportamiento1,2. Aún no se comprenden bien el alcance y los mecanismos de las modificaciones del comportamiento realizadas por el sistema inmunológico. Aquí, utilizando modelos de alergia alimentaria en ratones, mostramos que la sensibilización alérgica impulsa un comportamiento de evitación específico de antígeno. La ingestión de alérgenos activa áreas del cerebro involucradas en la respuesta a estímulos aversivos, incluido el núcleo del tracto solitario, el núcleo parabraquial y la amígdala central. Para evitar los alérgenos se necesitan anticuerpos inmunoglobulina E (IgE) y mastocitos, pero precede al desarrollo de una inflamación alérgica intestinal. La capacidad de la IgE específica de alérgenos y los mastocitos para promover la evitación requiere cisteinil leucotrienos y el factor de crecimiento y diferenciación 15. Finalmente, una comparación de las cepas de ratón C57BL/6 y BALB/c reveló un fuerte efecto del fondo genético en la conducta de evitación. Por tanto, estos hallazgos apuntan a modificaciones de comportamiento específicas de antígenos que probablemente evolucionaron para promover la selección de nichos para evitar entornos desfavorables.

Las alergias son una clase de enfermedades inflamatorias cuya prevalencia ha aumentado en las últimas décadas3. Las enfermedades alérgicas como la dermatitis atópica, las alergias alimentarias, el asma y la hipersensibilidad a los medicamentos parecen estar directamente relacionadas con la industrialización y los estilos de vida urbanos4. Sin embargo, las funciones fisiológicas de estas respuestas alérgicas siguen siendo enigmáticas. La inmunidad tipo 2, que incluye células T colaboradoras 2, anticuerpos IgE y células inmunes innatas (por ejemplo, mastocitos, eosinófilos y células linfoides innatas tipo 2), media las respuestas alérgicas. Cuando las respuestas alérgicas son crónicas o excesivas, se vuelven perjudiciales y potencialmente letales5. Las respuestas alérgicas parecen tener un papel importante en la defensa del huésped contra sustancias nocivas, incluidos venenos, fluidos hematófagos, xenobióticos e irritantes6,7,8,9,10. De hecho, una característica común de las respuestas alérgicas es la exacerbación de los reflejos neuronales defensivos como los estornudos, el picor y los vómitos, que expulsan sustancias nocivas del organismo11. Además de estos reflejos, se demostró que la conducta de evitación se induce en las respuestas alérgicas12,13,14, lo que sugiere que la inmunidad tipo 2 podría limitar la exposición a estímulos perjudiciales, actuando como una estrategia de defensa eficaz para prevenir daños mayores. Sin embargo, aún no se han establecido los mecanismos por los cuales las respuestas de tipo 2 promueven resultados conductuales.

Para examinar el efecto de la sensibilización alérgica sobre la conducta de evitación, sensibilizamos a los ratones con inyecciones subcutáneas de ovoalbúmina (OVA) y el adyuvante hidróxido de aluminio (alumbre) en los días 0 y 7 (Fig. 1a). Los ratones de control recibieron alumbre sin OVA. Luego, los ratones se aclimataron a jaulas caseras equipadas con dos lickómetros (es decir, picos que detectan automáticamente los lamidos) conectados a botellas de agua. Durante el período de aclimatación, los ratones no mostraron preferencia lateral (Datos ampliados, Fig. 1a, b). Después de la aclimatación, cambiamos aleatoriamente el contenido de una de las botellas a una solución de OVA y observamos que los ratones de control mostraron una mayor preferencia por la solución de OVA en comparación con el agua (Fig. 1b y Datos ampliados, Fig. 1c), lo que sugiere que OVA es apetitiva. para ratones. Por el contrario, los ratones sensibilizados disminuyeron la preferencia por la solución OVA de una manera dependiente de la dosis (Fig. 1b, cy Datos ampliados Fig. 1d, e). El análisis del número total de lamidas indica que los controles aproximadamente duplican su consumo cuando se ofrece OVA en comparación con el agua inicial, mientras que los ratones sensibilizados mantienen el mismo número total de lamidas (Datos ampliados, figura 1f), lo que sugiere algún mecanismo regulado para diluir la concentración de alérgenos. aumentando la ingesta de agua. La disminución de la preferencia por OVA, denominada aquí comportamiento de evitación, por parte de ratones sensibilizados se produjo dentro de los 10 minutos posteriores a la entrega de las botellas de prueba (Datos ampliados, Fig. 1g) y persistió en el segundo día de la prueba a pesar de que se cambiaron los lados de las botellas (Fig. 1d). . En particular, la evitación de la solución OVA persistió durante al menos 48 semanas después de la sensibilización alérgica (Fig. 1e) y fue específica de OVA, ya que los ratones control y sensibilizados mostraron una preferencia comparable a una solución que contenía albúmina sérica bovina (Fig. 1f). Luego descubrimos que el miembro 5 de la subfamilia M del canal catiónico potencial del receptor transitorio (TRPM5), necesario para la transducción del gusto en células quimiosensoriales, era prescindible para el desarrollo de la conducta de evitación (Datos ampliados, figura 1h). Finalmente, la sensibilización alérgica a OVA con toxina del cólera oral, un adyuvante conocido por inducir fuertes respuestas inmunes humorales pero no celulares en modelos de alergia16, también promovió la evitación de OVA (Datos ampliados, Fig. 1i, j). Estos resultados indican que la inmunización parenteral hacia una proteína puede generar una evitación específica de los alimentos, lo cual es consistente con observaciones anteriores12,17 con la excepción de que no agregamos sacarosa a la solución de OVA para minimizar los efectos metabólicos y de comportamiento.

a, Protocolo esquemático para sensibilización alérgica y ensayo de comportamiento. b, Lamidos acumulativos de ratones sensibilizados con solución salina tamponada con fosfato (PBS) + alumbre (izquierda) u OVA + alumbre (derecha). Prueba de preferencia que consta de una botella de agua y una botella de OVA al 1% el día 1 (n = 9–10 ratones por grupo). c, Preferencia a la solución OVA (n = 31 ratones control y 34 ratones alérgicos por grupo) el día 1 de la prueba. d, Preferencia a OVA con frascos de lado cambiado el día 2 de la prueba (n = 10 controles y 16 alérgicos por grupo). e, Preferencia a OVA a las 24 o 48 semanas después de la sensibilización con alumbre o OVA + alumbre (n = 3–6 ratones por grupo). f, Preferencia a la albúmina sérica bovina (BSA; n = 5 ratones control y 6 ratones alérgicos por grupo). g, Protocolo esquemático de sensibilización alérgica y provocación oral. A los ratones se les administró OVA intragástrica (ig) después de la sensibilización con OVA + alumbre y tres sondas forzadas simuladas con agua. Los controles fueron sensibilizados sólo con alumbre. h, Imágenes de inmunofluorescencia de ratones NTS (arriba), elPBN (centro) y CeA (abajo) de ratones control (n = 5) o sensibilizados con OVA + alumbre (n = 4) usando anticuerpo anti-FOS, 90 minutos después de la exposición a OVA . Barras de escala, 100 µm. i, Número de neuronas FOS+ en NTS (izquierda), elPBN (centro) y CeA (derecha) de ratones control o sensibilizados con alumbre OVA+. Los gráficos muestran la media ± sem *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ****P ≤ 0,0001. Prueba de Mann-Whitney de dos colas. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. a,g, Creado con BioRender.com.

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Anteriormente se demostró que la respuesta aversiva a estímulos desagradables induce la activación cerebral dentro del núcleo del tracto solitario (NTS), el núcleo parabraquial lateral externo (elPBN) y la amígdala central (CeA)18,19. Para determinar hasta qué punto la ingestión de alérgenos puede activar estas áreas del cerebro, desafiamos oralmente a los ratones de control y sensibilizados con OVA y 90 minutos después recolectamos sus cerebros para probar la activación neuronal usando FOS como marcador (Fig. 1g). Descubrimos que una exposición al alérgeno fue suficiente para inducir la activación de NTS, elPBN y CeA en ratones sensibilizados en comparación con los controles (Fig. 1h, i). No hubo diferencias en la tinción con FOS del área postrema, el hipotálamo lateral o el núcleo paraventricular del hipotálamo (Datos ampliados, figuras 1k-m). En conjunto, estos hallazgos demuestran que la sensibilización con OVA conduce a una activación neuronal prototípica en el sistema nervioso central. Estas regiones del cerebro se correlacionan con un comportamiento de evitación hacia la proteína sensibilizada y probablemente se activan como defensa para limitar la ingesta de alérgenos.

El comportamiento de evitación hacia el alérgeno sensibilizado podría surgir de cambios inmunológicos en los intestinos promovidos por la inmunización cutánea. Aunque se informó que las lesiones cutáneas promueven la expansión de los mastocitos entéricos20, no encontramos evidencia de la acumulación de células inmunes en el intestino delgado después del tratamiento con OVA más alumbre (Datos ampliados, figuras 2a a c). Luego examinamos cómo los diferentes orígenes genéticos pueden afectar el desarrollo de la conducta de evitación21,22. Se sensibilizaron ratones BALB/c y C57BL/6 con OVA más alumbre y se determinó la cinética de preferencia de OVA. En contraste con los ratones BALB/c sensibilizados, los ratones C57BL/6 no mostraron un fuerte comportamiento de evitación de OVA (Datos ampliados, Fig. 3a, b), como se sugirió anteriormente17. En un modelo de alergia alimentaria, los ratones C57BL/6 aumentan levemente los anticuerpos IgE sistémicos en comparación con los ratones BALB/c alérgicos, mientras que su IgG1 específica de alérgeno se induce de manera similar (Datos ampliados, Fig. 3c, d). Como se informó anteriormente22 y a diferencia de BALB/c, los ratones C57BL/6 alérgicos no aumentan el tiempo de tránsito gastrointestinal (Datos ampliados, Fig. 3e) ni muestran signos de diarrea (datos no mostrados) después de la exposición al alérgeno. Finalmente, los C57BL / 6 sensibilizados alérgicos no tienen ningún aumento en los niveles de corticosterona sistémica o proteasa 1 de mastocitos, y solo una ligera acumulación de mastocitos en el intestino delgado (Datos ampliados, figuras 3f-i). La comparación entre BALB/c y C57BL/6 correlaciona la IgE y los mastocitos con el desarrollo de conductas de evitación.

El aumento de la IgE específica de antígeno es un sello distintivo de la sensibilización alérgica y se utiliza ampliamente para el diagnóstico clínico de hipersensibilidades23. Como los anticuerpos IgE totales y específicos de OVA aumentan en la circulación 2 semanas después de la primera sensibilización al alérgeno (Fig. 2a), los ratones C57BL/6, que no inducen fuertes respuestas de IgE (Datos ampliados, Fig. 3c), tampoco promueven Una evitación sólida, razonamos que la IgE podría afectar el comportamiento después de la detección de alérgenos. Utilizando un enfoque genético, encontramos que la sensibilización a OVA en ratones con deficiencia de IgE no promovía la evitación de la solución de OVA en comparación con ratones de camada sensibilizados de tipo salvaje (Fig. 2b). En cambio, los ratones sensibilizados con IgE-KO (IgE-KO) mostraron una mayor preferencia por OVA en comparación con sus ratones no sensibilizados de control con IgE-KO (Fig. 2c). Consistentemente, los ratones sensibilizados con deficiencia del receptor de alta afinidad para IgE, FCER1, mostraron una mayor preferencia por OVA en comparación con los ratones de tipo salvaje (Datos ampliados, figura 4a). Los niveles séricos de IgE en ratones FCER1-KO sensibilizados fueron comparables a los de los ratones de tipo salvaje (Datos ampliados, figura 4b). Al utilizar ratones quiméricos, descubrimos que evitar OVA dependía de que las células hematopoyéticas expresaran FCER1 (Fig. 2d, e), excluyendo la posibilidad de detección directa de alérgenos por parte de las neuronas sensoriales. La falta de evitación de OVA en ratones sensibilizados alérgicos reconstituidos con células hematopoyéticas FCER1-KO refleja los efectos posteriores de la señalización de IgE, ya que los niveles de IgE específicos se indujeron igualmente en comparación con los de los ratones quiméricos reconstituidos con WT (Fig. 2f).

a, Niveles totales (izquierda) y específicos de OVA (derecha) de IgE sérica el día 14 después de la sensibilización alérgica en ratones BALB/c (n = 6 ratones control y 11 ratones alérgicos por grupo). b, Lamidos acumulativos de agua y soluciones de OVA durante la prueba de preferencia de dos botellas en ratones de control de camada con IgE-KO (derecha) sensibilizados con OVA + alumbre (derecha) y de tipo salvaje (WT) (izquierda) (n = 6 WT y 6 IgE- KO ratones por grupo). c, Preferencia de bebida a botellas de OVA en controles y ratones WT o IgE-KO sensibilizados alérgicos (n = 9–11 ratones por grupo). d, Lamidos acumulativos de agua y botellas de OVA en quimeras WT (izquierda) o FCER1 (derecha) sensibilizadas con alumbre OVA +. Se trasplantaron células hematopoyéticas de médula ósea WT o FCER1-KO a receptores WT irradiados (n = 5 WT a FCER1 y 6 FCER1 a WT). e, Preferencia de consumo de botellas de OVA en quimeras WT o FCER1 sensibilizadas alérgicas (n = 9 WT a FCER1 y 7 FCER1 en WT). f, IgE específica de OVA (n = 11 WT a FCER1 y 9 FCER1 a WT). g, Protocolo esquemático del agotamiento de las células FCER1+ con toxina diftérica (DT) en ratones RMB BALB/c. h, Lamidos acumulativos de agua y botellas de OVA en RMB WT (izquierda) y mutantes de RMB (derecha) sensibilizados alérgicos e inyectados con toxina diftérica (n = 9 RMB WT y 14 heterocigotos o mutantes de RMB). MC ∅, mastocitos agotados. i, j, Preferencia a la solución OVA (n = 8 RMB WT y 12 heterocigotos o mutantes de RMB) (i) e IgE específica de OVA (n = 6 por grupo) (j) en RMB WT y mutantes inyectados con toxina diftérica. Los gráficos muestran la media ± sem *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001; NS, no significativo. Prueba de Mann-Whitney de dos colas. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. g, Creado con BioRender.com.

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Como la interleucina-4 (IL-4) es necesaria para la producción de IgE (Datos ampliados, figura 4c) y el desarrollo de respuestas inmunitarias de tipo 2, a continuación probamos el papel de la señalización de IL-4 en la inducción de la conducta de evitación de OVA. Descubrimos que los ratones IL-4RA-KO sensibilizados con OVA más alumbre no disminuyeron su consumo de OVA (Datos ampliados, figura 4d), lo que sugiere un papel para IL-4 o IL-13, ya que esta citocina también se une a la misma subunidad del receptor de IL-4, en el desarrollo de la evitación de alimentos. El análisis de la tinción con FOS en el sistema nervioso central indicó que la activación de NTS, elPBN y CeA inducida por la ingestión de alérgeno también depende de la IgE (Datos ampliados, figura 4e). En particular, la evitación dependiente de IgE no se limita a la sensibilización alérgica, ya que los ratones sensibilizados con OVA y lipopolisacárido (un estímulo inflamatorio no alérgico establecido) también muestran una menor preferencia por OVA, que requería IgE (datos ampliados, figuras 4f-h). Los ratones de tipo salvaje sensibilizados con OVA más lipopolisacáridos tenían niveles bajos pero elevados de IgE (Datos ampliados, figura 4i), informados previamente en un modelo de inflamación alérgica de las vías respiratorias25. Este pequeño aumento en los niveles de IgE parece ser suficiente para mediar el comportamiento de evitación ante un antígeno condicionado. Finalmente, los ratones con deficiencia de IgE sensibilizados con OVA más alumbre mostraron una evitación intacta de un compuesto amargo, el benzoato de denatonio (Datos ampliados, figura 4j), lo que demuestra que la falta de evitación de OVA en ratones sensibilizados de tipo salvaje no es un fenómeno generalizado hacia la comida.

Nuestros hallazgos sugieren que se requiere IgE para el desarrollo de la conducta de evitación. Sin embargo, se sabe que estos anticuerpos son perjudiciales y provocan síntomas alérgicos tras la exposición a alérgenos alimentarios26. Sugerimos que, en las primeras etapas, la IgE promueve defensas alérgicas, como la conducta de evitación, pero después de la exposición crónica a los alérgenos, la IgE conduce a la enfermedad. Para definir mejor el papel de la IgE en la inflamación alérgica intestinal, primero establecimos un modelo experimental de alergia alimentaria. Los ratones sensibilizados que recibieron cinco pruebas orales con OVA indujeron una motilidad intestinal más rápida, un aumento de IgE e IgG1 séricas, acumulación de mastocitos entéricos y activación del SNC (Datos ampliados, figura 5). Luego, se determinó la anafilaxia sistémica el día 14 en ratones de tipo salvaje y IgE-KO (Datos ampliados, figura 6a). Descubrimos que los anticuerpos IgE no son necesarios para la inducción de anafilaxia sistémica (Datos ampliados, figura 6b), de acuerdo con un informe anterior27. Confirmamos que la IgE específica de OVA fue inducida por ratones de tipo salvaje pero no por ratones IgE-KO; por lo tanto, la anafilaxia en ratones IgE-KO probablemente se debe a anticuerpos IgG1 específicos de OVA que aumentan por la sensibilización alérgica y no requieren IgE (Datos ampliados, figura 6c). Como se mostró anteriormente22, encontramos que la IgE es esencial para promover la motilidad intestinal (Datos ampliados, figura 6d) y la diarrea (no mostrada) en respuesta a la exposición aguda a alérgenos en el tracto gastrointestinal. También se requiere IgE para la liberación sistémica de corticosterona en ratones alérgicos (Datos ampliados, figura 6e). En el tejido intestinal, la acumulación de mastocitos en los compartimentos epitelial y de la lámina propia, así como de eosinófilos de la lámina propia, dependía parcialmente de la IgE en ratones sensibilizados y expuestos por vía oral (Datos ampliados, Fig. 6f, g). Estos datos demuestran que la IgE mejora los procesos patológicos después de la estimulación crónica con alérgenos, promoviendo un aumento de la peristalsis gastrointestinal y de infiltrados celulares inflamatorios en el intestino delgado alérgico.

Los mastocitos son importantes células inmunitarias residentes en el intestino implicadas en alergias, anafilaxia, enfermedad inflamatoria intestinal y dolor abdominal22,23,28,29. Para abordar su papel en el desarrollo de conductas de evitación de alérgenos, sensibilizamos ratones RMB con OVA más alumbre. Agotamos los mastocitos en estos ratones con tres inyecciones de toxina diftérica antes de la prueba de preferencia (Fig. 2g). Confirmamos el agotamiento eficiente de los mastocitos peritoneales e intestinales, pero no de los basófilos sanguíneos (Datos ampliados, figura 4k). A pesar de estar sensibilizados con OVA más alumbre, los ratones RMB con mastocitos empobrecidos mostraron un mayor consumo de solución de OVA (Fig. 2h) y preferencia de OVA (Fig. 2i) en comparación con los ratones de control. Los niveles sistémicos de anticuerpos IgE aumentaron igualmente en ratones sin mastocitos en comparación con ratones sensibilizados de tipo salvaje (Fig. 2j), lo que sugiere que los mastocitos son necesarios para inducir la evitación mediante la detección de alérgenos por IgE.

Diversos mediadores derivados de mastocitos se han implicado en la excitación neuronal en el tracto gastrointestinal durante la anafilaxia intestinal11. Dado el rápido cambio de comportamiento observado, razonamos que los mediadores responsables deben preformarse o sintetizarse de novo después de la reticulación dependiente de IgE30. La histamina y la serotonina, liberadas después de la degranulación de los mastocitos, son dos mediadores preformados con funciones conocidas en la mediación del picor, el dolor, la diarrea y el malestar visceral22,31,32,33. Probamos el papel de los receptores de histamina H1 y H2 utilizando los inhibidores loratadina y famotidina. El pretratamiento agudo con ambos fármacos no afectó la preferencia de OVA en ratones control o sensibilizados alérgicos (Datos ampliados, figura 7a), lo que sugiere que la histamina podría no contribuir a evitar los alérgenos alimentarios. De manera similar, el bloqueo de la síntesis de serotonina durante 5 días de pretratamiento con paraclorofenilalanina produjo solo un efecto leve y variable en la evitación (Datos ampliados, figura 7a). No encontramos ningún efecto del tratamiento previo con el antagonista del receptor de serotonina 5-HT3 ondansetrón en comparación con los controles tratados con vehículo (Datos ampliados, figura 7b). Los circuitos mastocitos-nociceptores están bien descritos en la piel, los pulmones y el tracto gastrointestinal y se propone que contribuyen a la inflamación y la percepción del dolor. Dos mediadores bien conocidos por estas interacciones son la sustancia P y el CGRP34,35, que probamos para determinar su posible papel en la mediación de la evitación. Utilizando enfoques farmacológicos (inhibidor del receptor de la sustancia P, aprepitant) y genéticos (ratones sustancia P-KO), encontramos que la sustancia P no afectó el comportamiento de evitación de OVA después de la sensibilización alérgica (Datos ampliados, Fig. 7b, d). También descubrimos que los ratones sensibilizados tratados con un inhibidor del receptor CGRP (BIBN4096) desarrollaron un comportamiento de evitación hacia OVA, comparable a los hallazgos de los ratones tratados con vehículo (Datos ampliados, figura 7c). Hasta ahora, nuestros resultados indican que es posible que no se requieran histamina, serotonina, sustancia P y CGRP para evitar los alérgenos alimentarios, aunque sería importante validarlo mediante enfoques de eliminación genética, ya que la dosis y el momento de los medicamentos utilizados pueden haber sido subóptimos.

Además de las sustancias preformadas, los mastocitos producen mediadores lipídicos derivados del ácido araquidónico minutos después de la desgranulación mediada por IgE36,37. Se sabe que los mastocitos producen prostanoides y leucotrienos y tienen efectos profundos en el comportamiento a través de acciones sobre los nociceptores y las neuronas vagales38,39,40,41. Estos mediadores se generan mediante una serie de pasos enzimáticos controlados por las enzimas ciclooxigenasa y lipoxigenasa limitantes de la velocidad (Fig. 3a), respectivamente. Aunque la inhibición de las ciclooxigenasas 1 y 2 con indometacina no tuvo efecto sobre la magnitud del comportamiento de evitación (Datos ampliados, figura 7e), la inhibición de la 5-lipoxigenasa (ALOX5) mediante el tratamiento previo con zileuton aumentó significativamente la preferencia por OVA en ratones sensibilizados, pero no afectó Preferencia de OVA en los controles (Fig. 3b). Utilizando homogeneizados de órganos de ratones BALB/c de tipo salvaje sensibilizados y desafiados con OVA intragástrica, determinamos que la expresión de Alox5 se indujo transcripcionalmente de proximal a distalmente a través de los intestinos, con la inducción más alta encontrada en el duodeno (Fig. 3c) y en el epitelio (Datos ampliados, figura 7f). Este patrón de expresión se correlacionó con la geografía de la expansión de los mastocitos intestinales (Datos ampliados, figuras 5f y 9b), y la detección de transcripciones de Alox5 se perdió en gran medida en el duodeno de ratones sensibilizados con IgE-KO y con depleción de mastocitos (Fig. 3d). y datos ampliados Fig. 7f). El análisis de un conjunto de datos de secuenciación de ARN unicelular de células inmunitarias intestinales publicado previamente en ratones BALB/c sensibilizados y desafiados reveló que los mastocitos y basófilos, pero no otras células inmunitarias, expresaban toda la maquinaria transcripcional necesaria para la síntesis de leucotrienos (Datos ampliados). Figura 7g).

a, Vía biosintética de leucotrienos con objetivos de inhibidores y ratones knockout en negrita. b, Preferencia a OVA en ratones BALB/c sensibilizados con OVA + alumbre. Zileuton se utilizó como inhibidor de ALOX5 1 h antes de la prueba de preferencia (n = 8 control de vehículo, 10 alérgicos a vehículo, 5 control de zileuton, 15 alérgicos a zileuton). c, expresión de Alox5 en el tracto gastrointestinal de ratones control y BALB/c sensibilizados con OVA + alumbre después de provocaciones orales con alérgenos (n = 6 controles y 8 alérgicos). d, expresión de Alox5 en el duodeno de ratones WT sensibilizados con OVA, con deficiencia de IgE o con depleción de mastocitos (n = 6 control WT, 8 alérgicos WT, 6 alérgicos a IgE-KO, 4 alérgicos con depleción de MC). e, Concentración de LTE4 por miligramo de tejido duodenal determinada por espectrometría de masas en ratones alérgicos WT y LTC4S-KO después de provocaciones orales (n = 3 WT control, 5 WT alérgicos, 3 alérgicos LTC4S-KO). f,g, lamidos acumulativos de OVA (f; n = 9 alérgicos WT, 5 alérgicos a LTC4S-KO) y preferencia de OVA (g; n = 8 control WT, 13 alérgicos WT, 6 control LTC4S-KO, 8 alérgicos LTC4S-KO ) de ratones control LTC4S-KO o BALB/c sensibilizados. h, Preferencia a OVA en ratones sensibilizados con OVA + alumbre. HAMI3379 se usó como inhibidor de CysLTR2 1 h antes de la prueba de preferencia (se muestra el primer día de la prueba de preferencia; n = 11 control de vehículo, 7 alérgicos a vehículo, 6 control de HAMI3379, 10 alérgicos a HAMI3379). i, preferencia de OVA de ratones de control CysLTR2-KO o BALB/c sensibilizados durante el primer día de prueba (n = 10 controles WT y alérgicos, 6 controles CysLTR2-KO, 8 alérgicos CysLTR2-KO). j, Protocolo esquemático para vagotomía subdiafragmática en ratones BALB/c sensibilizados con OVA + alumbre. k, la preferencia de OVA se determinó 3 semanas después de la vagotomía (vgx; n = 7 control simulado, 7 alérgicos simulados, 11 control de vagotomía, 8 vagotomía alérgica). Los gráficos muestran la media ± sem *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ***P ≤ 0,001, ****P ≤ 0,0001. b,e,g–i,k, prueba del Hombre-Whitney de dos colas. c,d, Análisis de varianza unidireccional (ANOVA) con la prueba de comparación múltiple de Tukey. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. j, Creado con BioRender.com.

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ALOX5 oxida el ácido araquidónico para generar leucotrieno A4, que se convierte rápidamente en LTB4 mediante la enzima LTA4 hidrolasa o se conjuga con glutatión para generar LTC4, el padre de todos los cisteinil leucotrienos, mediante la LTC4 sintasa (LTC4S) (Fig. 3a). Para cuantificar los cisteinil leucotrienos en intestinos alérgicos, realizamos espectrometría de masas dirigida en muestras de tejido duodenal de ratones control y alérgicos de tipo salvaje y LTC4S-KO. Esto reveló un aumento de 7 a 25 veces en las concentraciones duodenales de LTE4 en ratones alérgicos en comparación con los controles que dependían completamente de LTC4S, lo que indica la producción intestinal de cisteinil leucotrienos en respuesta a la ingestión de alérgenos (Fig. 3e y Datos ampliados Fig. 7h), mientras que Las concentraciones de PGE2 y PGD2 no se alteraron significativamente. Los mastocitos expresan LTC4S, y los ratones LTC4S-KO sensibilizados mostraron un aumento acumulativo de lamidos y preferencia por OVA en comparación con los controles de camada de tipo salvaje en ambos días de prueba de preferencia, mientras que los ratones no sensibilizados no se vieron afectados (Fig. 3f, g). El impacto de LTC4S en el comportamiento probablemente esté en sentido descendente de la IgE y los mastocitos, ya que los ratones LTC4S-KO indujeron niveles comparables de IgE total y específica de OVA en comparación con los ratones de tipo salvaje (Datos ampliados, figura 7i). Los cisteinil leucotrienos actúan sobre tres receptores distintos que difieren en su afinidad por LTC4, LTD4 y LTE4, y en su distribución y función celular42. Mediante la inhibición farmacológica de CysLTR1 y CysLTR2 usando montelukast y HAMI3379 respectivamente, encontramos que HAMI3379 recapituló en gran medida el efecto de la deficiencia de LTC4S en el primer día de la prueba de preferencia de OVA (Fig. 3h). Este efecto fue confirmado por un aumento en la preferencia de OVA en ratones CysLTR2-KO sensibilizados en relación con los controles de tipo salvaje, a pesar de una producción similar de IgE en comparación con los ratones de tipo salvaje sensibilizados (Fig. 3i y Datos ampliados Fig. 7j). No se pudo probar de manera concluyente el efecto del tratamiento con montelukast sobre la evitación de alérgenos debido al efecto de montelukast sobre la ingesta de OVA en ratones no sensibilizados (datos no mostrados). Estos datos sugieren que los cisteinil leucotrienos, probablemente producidos por mastocitos gastrointestinales, son necesarios para la conducta de evitación de los alérgenos alimentarios. CysLTR2 media el efecto agudo de la ingestión de alérgenos sobre la evitación; sin embargo, su efecto no es necesario después de una nueva exposición, lo que sugiere que la señalización de CysLTR1 o CysLTR3 y las vías posteriores también pueden contribuir.

Se sabe que los leucotrienos median en sensaciones desfavorables a través de acciones sobre los nociceptores del ganglio de la raíz dorsal y las neuronas vagales potencialmente inervadoras del intestino32,38,39,43. Siguiendo esta lógica, investigamos el papel de las neuronas vagales que inervan el intestino mediante la realización de una vagotomía subdiafragmática (Fig. 3j). La vagotomía subdiafragmática exitosa se confirmó inyectando Fluoro-Gold por vía intraperitoneal y encontrando la ausencia de tinte en el núcleo motor dorsal del vago (Datos ampliados, figura 7k). Sin embargo, la vagotomía no tuvo un efecto significativo ni sobre la preferencia por OVA en ratones de control ni sobre el desarrollo de la evitación en ratones sensibilizados (Fig. 3k). Estos hallazgos sugieren que las aferencias vagales individualmente pueden no ser necesarias, aunque aún pueden contribuir, a la conducta de evitación inducida por alérgenos y, en cambio, las señales derivadas de los mastocitos, como los leucotrienos, podrían detectarse a través de otras vías. Las vías redundantes a través de las neuronas vagales o nociceptivas del ganglio de la raíz dorsal que expresan CysLTR2 pueden compensar para impulsar la evitación en la ausencia individual de cada vía, y será crucial aclarar esta posibilidad en el futuro. Además, la vagotomía subdiafragmática corta fibras motoras tanto aferentes como eferentes, y es posible que esto pueda dificultar la búsqueda de un papel para dicha vía en el comportamiento estudiado.

A continuación examinamos si una vía humoral está implicada en la evitación de alérgenos. El área postrema es un órgano circunventricular sensorial con funciones reconocidas en la mediación de las náuseas en el contexto de estímulos nocivos44. El factor de crecimiento y diferenciación 15 (GDF15) es una citocina de la superfamilia del factor de crecimiento transformante β producida durante condiciones de inflamación y estrés celular que actúa sobre el área postrema y NTS uniéndose a su receptor, GFRAL, para mediar la evitación condicionada del sabor y la anorexia45. De hecho, los niveles séricos de GDF15 se indujeron después de la exposición a alérgenos alimentarios (Fig. 4a y Datos ampliados, Fig. 8a, izquierda), y esta inducción se amplificó con el creciente número de pruebas (Fig. 4a y Datos ampliados, Fig. 8a, izquierda). ). Los niveles séricos de GDF15 se indujeron aún más fuertemente después de la exposición sistémica a OVA (Datos ampliados, Fig. 8a, derecha). Se descubrió que la inducción de GDF15 dependía de la cepa de fondo, y los ratones BALB/c, pero no C57BL/6, mostraban niveles séricos elevados en respuesta a la exposición al alérgeno oral (Datos ampliados, figura 8b). Esta inducción en BALB/c dependía completamente de las células que expresan IL-4RA, IgE y FCER1A y ​​podría prevenirse parcialmente tratando previamente a los ratones con zileutón (inhibidor de ALOX5), montelukast (inhibidor de CysLTR1) o HAMI3379 (inhibidor de CysLTR2) antes de cada exposición. (Fig. 4b, cy Datos ampliados Fig. 8c-e), lo que sugiere que la producción de cisteinil leucotrienos por parte de los mastocitos puede estar involucrada en la secreción de GDF15.

a, Niveles séricos de GDF15 en ratones BALB/c sensibilizados después de la exposición a alérgenos orales (n = 6 controles y 10 alérgicos). b, GDF15 sérico en ratones BALB/c WT, IL-4RA KO, IgE-KO y RMB con depleción de mastocitos (MC ∅) después de 6 pruebas orales con OVA (n = 16 control WT, 20 alérgicos WT, 15 IgE-KO alérgicos, 11 alérgicos con depleción de MC, 7 alérgicos a IL-4RA-KO). c, GDF15 sérico después de 6 provocaciones orales en ratones BALB/c WT pretratados con zileuton (antagonista de ALOX5), montelukast (antagonista de CYSLTR1), HAMI3379 (antagonista de CYSLTR2) o vehículo antes de cada provocación (n = 15 control de vehículo, 16 alérgicos al vehículo, 11 HAMI3379 alérgico, 15 alérgico a montelukast, 9 alérgico a zileutón). d, Expresión del ARNm de Gdf15 mediante RNAscope en el duodeno y el colon de ratones WT alérgicos (sensibilización y cinco pruebas orales) o IgE-KO de camada (representantes de 2 experimentos independientes con n > 3 réplicas biológicas en cada grupo, ver Datos ampliados en la Fig. 9). Barras de escala, 100 µm (para duodeno) y 50 µm (para colon). e, preferencia de OVA 1 h después de la administración de GDF15 recombinante (rGDF15) en ratones RMB con depleción de mastocitos (MC ∅) (n = 5 control WT, 9 alérgicos WT, 7 MC agotados, 9 MC agotados + 0,001 mg kg-1, 8 MC agotados + 0,01 mg kg-1, 11 MC agotados + 0,1 mg kg-1 rGDF15). f, Lamidos acumulativos en una botella de OVA durante la prueba de preferencia de dos botellas en ratones WT sensibilizados 5 h después de la inyección con anticuerpo bloqueador GDF15 o control de isotipo (n = 6 isotipo alérgico y 6 anti-GDF15 alérgico). g, a ratones WT sensibilizados se les inyectó anticuerpo bloqueador GDF15 y la preferencia de OVA se cuantificó 5 h después (n = 3 control de isotipo, 10 isotipo alérgico, 6 control anti-GDF15, 9 alérgicos anti-GDF15). Los gráficos muestran la media ± sem *P ≤ 0,05, **P ≤ 0,01, ****P ≤ 0,0001. a – c, e, ANOVA unidireccional con la prueba de comparación múltiple de Sidak. g, Prueba U de Mann-Whitney de dos colas. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes.

Datos fuente

Utilizando homogeneizados de órganos de ratones sensibilizados expuestos intragástricamente con OVA, encontramos que Gdf15 se indujo a nivel transcripcional principalmente en el duodeno y el colon (Datos ampliados, figura 8f). La inducción de Gdf15 en estos tejidos dependía de los anticuerpos IgE y los mastocitos (Datos ampliados, figura 8g). Utilizando la hibridación in situ de RNAscope con sondas específicas para Gdf15, Fcer1a y Epcam, demostramos que Gdf15 fue inducido por el colon después de la exposición intragástrica a OVA, con una menor magnitud de inducción en el intestino delgado (Fig. 4d y Datos ampliados Fig. 9a). C). Esto fue inesperado, ya que la expansión de los mastocitos se produjo en un patrón de proximal a distal en el intestino delgado y grueso. De hecho, las transcripciones de Gdf15 mostraron poca superposición (<1%) con las transcripciones de Fcer1a y, en cambio, se colocaron principalmente (93%) con células EPCAM+ (Datos ampliados, figura 9d). Se descubrió que estas células epiteliales GDF15+ formaban un estrecho contacto con los mastocitos y se encontraban principalmente en la cripta colónica y en la zona de amplificación del tránsito. En particular, se describieron previamente patrones de inducción colónica similares después del tratamiento de ratones con metformina46, y la inducción de p53 por daño en el ADN, al que las células que se dividen rápidamente son más susceptibles, es capaz de inducir anorexia a través de un mecanismo dependiente de GDF1547. Por lo tanto, la ingestión de alérgenos alimentarios induce la transcripción de Gdf15 epitelial del colon a través de IgE, mastocitos y leucotrienos.

Para determinar si GDF15 era capaz de impactar la evitación de OVA en nuestro paradigma de comportamiento, y si los mastocitos eran necesarios para estos efectos, sensibilizamos a ratones RMB BALB/c de tipo salvaje y de control de camada y agotamos los mastocitos con toxina diftérica como se describe (Fig. 2g). Luego, a los ratones con depleción de mastocitos se les inyectaron dosis crecientes de GDF15 recombinante inmediatamente antes de cada día de la prueba de preferencia de OVA. Descubrimos que GDF15 rescató la evitación de alérgenos en ratones con depleción de mastocitos, lo que coincide con el hecho de que GDF15 está aguas abajo de la activación de los mastocitos (Fig. 4e). Esta evitación dependió de la dosis, lo que condujo a una respuesta parcial a 0,01 mg kg-1 y una similar a la de los ratones BALB/c sensibilizados a 0,1 mg kg-1 (Datos ampliados, figura 10a). Las dosis necesarias para evitar la OVA fueron más altas que las inducidas por la provocación intragástrica con OVA (Fig. 4a, b), y en el primer día, pero no en el segundo, del tratamiento con GDF15 recombinante, esto se asoció con una reducción significativa en los lamidos totales en este grupo (Datos ampliados Fig. 10b). Por lo tanto, intentamos probar directamente si GDF15 era necesario para promover la evitación de OVA utilizando un anticuerpo neutralizante anti-GDF15. Sensibilizamos ratones de tipo salvaje con OVA más alumbre y los tratamos 5 h antes de cada día de la prueba de preferencia de OVA con control de isotipo o anti-GDF15 (Datos ampliados, figura 10c). Tanto los ratones alérgicos tratados con isotipo como con anti-GDF15 no lograron evitar OVA en el día 1 de la prueba de preferencia, lo que sugiere un efecto potencial de la administración de anticuerpos per se en la evitación de OVA (datos no mostrados). Sin embargo, en el día 2 de la prueba de preferencia, el bloqueo de GDF15 condujo a un mayor consumo de OVA en ratones sensibilizados alérgicos en relación con el tratamiento de control de isotipo (Fig. 4f, g). El aumento en la preferencia por OVA no podría explicarse por diferencias en los títulos de anticuerpos, ya que los niveles de IgE total y específica de OVA, así como de IgG1 específica de OVA, se indujeron de manera similar en los grupos tratados con isotipo y anti-GDF15 (Datos ampliados, Fig. 10d). La neutralización de GDF15 aumentó la preferencia por OVA en ratones sensibilizados en 60 minutos y duró durante las 3 h de la segunda prueba (Datos ampliados, Fig. 10e, f). El GDF15 parece ser necesario para evitar los alérgenos, pero es incapaz de impulsar la evitación por sí solo en concentraciones comparables a las de la provocación con alérgenos, lo que sugiere que otras señales pueden tener sinergia con el GDF15 para promover la evitación. Teniendo en cuenta nuestros hallazgos, los cisteinil leucotrienos son mediadores potenciales capaces de explicar este efecto. Sus acciones en múltiples vías, incluidos los nociceptores vagales y no peptidérgicos que potencialmente expresan CysLTR2, además de la inducción de GDF15 epitelial, pueden explicar la profunda falta de evitación observada después de la deficiencia de LTC4S, que solo fue recapitulada parcialmente por la deficiencia de CysLTR2. Por lo tanto, aquí describimos un circuito inesperado de mastocitos-epitelial que genera evitación de alérgenos a través de un mecanismo dependiente de cisteinil leucotrienos y GDF15.

En conjunto, estos hallazgos demuestran que la detección inmune de alérgenos conduce a la generación de conductas de evitación. Sugerimos que la conducta de evitación es una estrategia de defensa destinada a minimizar los efectos nocivos de la exposición a sustancias nocivas, incluidos los alérgenos. Nuestros hallazgos sugieren que la detección de alérgenos mediante anticuerpos IgE amplía la capacidad sensorial del sistema nervioso y proporciona un mecanismo para evaluar la calidad de los alimentos y otros factores ambientales. Esta conclusión se suma a un creciente conjunto de evidencia que indica que la detección inmune de estímulos nocivos es una fuente importante de información sensorial que impulsa los comportamientos correspondientes48. También se suma a la creciente evidencia de interacciones funcionales bidireccionales entre los sistemas inmunológico y nervioso49,50.

Todo el cuidado y la experimentación con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Facultad de Medicina de la Universidad de Yale y de conformidad con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud de EE. UU. Se cruzaron líneas de ratones en nuestras instalaciones para obtener las cepas finales descritas en el texto. El genotipado se realizó según los protocolos establecidos para las respectivas cepas por The Jackson Laboratories o publicados por los investigadores donantes. Los ratones se mantuvieron en las instalaciones para animales de la Universidad de Yale en habitaciones con temperatura (22 °C) y humedad controlada, en un ciclo de luz/oscuridad de 12 h con libre acceso a una dieta estándar (Teklad 2018S, Envigo) y agua.

Para todos los experimentos se utilizaron ratones hembra de 6 a 10 semanas de edad. BALB/cJ (000651), C57BL/6J (000664), C57BL/6 FCER1-KO (B6.129S2(Cg)-Fcer1atm1Knt/J, 010512), BALB/c Il4ra-KO (BALB/c-Il4ratm1Sz/J, 003514)51, C57BL/6 sustancia P-KO (B6.Cg-Tac1tm1Bbm/J, 004103)34, LTC4S-KO (C.129S7(B6)-Ltc4stm1Blam/J, 0309539)52 y CysLTR2-KO (C.B6 -Cysltr2tm1Ykn/J, 031718) Se compraron 53 ratones de The Jackson Laboratories y se mantuvieron en nuestras instalaciones. Los ratones BALB/c IgE-KO fueron proporcionados por H. C. Oettgen (Universidad de Harvard), los ratones RMB (B6. Ms4a2tm1Mal)54 fueron proporcionados por P. Launay (Université Paris Diderot) y los ratones C57BL/6 Trpm5-/- fueron proporcionados por W. Garret. (Universidad Harvard). Para este estudio, se retrocruzaron ratones RMB, FCER1-KO, IgE-KO o Trpm5-/- más de ocho veces con BALB/cJ o C57BL/6J. Usamos controles de compañeros de camada en todos los experimentos.

Se generaron ratones quiméricos siguiendo un protocolo estándar55. Se utilizaron ratones C57BL/6J de tipo salvaje o FCER1-KO como donantes en experimentos de trasplante de médula ósea. Los ratones receptores C57BL/6J de tipo salvaje se sometieron a una irradiación letal de todo el cuerpo con dos dosis de 500 rad (fuente de irradiación γ Gammacell 40 137Cs), con un intervalo de 3 h entre la primera y la segunda irradiación. Se inyectaron células frescas de médula ósea no separadas (10 × 106 por ratón) en la vena de la cola de los ratones receptores irradiados 4 h después de la irradiación letal. La eficacia del quimerismo se comprobó mediante citometría de flujo 8 semanas después de la irradiación y el trasplante utilizando sangre periférica, y se utilizaron ratones reconstituidos 2 meses después del trasplante de médula ósea.

Para el agotamiento de los mastocitos, a ratones RMB sensibilizados se les inyectó por vía intraperitoneal (ip) 0,05 mg kg-1 de toxina diftérica (Sigma-Aldrich D0564) tres veces en días alternos como se describió anteriormente54, comenzando el día 28 después de la primera sensibilización alérgica. Como este protocolo fue eficaz para agotar los mastocitos incluso en ratones RMB heterocigotos, utilizamos mutantes heterocigotos y homocigotos como modelos con mastocitos agotados.

Para los ensayos de fármacos, se inyectaron ip famotidina (Sigma-Aldrich F6889)56 y loratadina (Sigma-Aldrich, L9664)57 a una concentración final de 10 mg kg-1 durante 2 días antes de la prueba de preferencia. Se inyectó p-clorofenilalanina (Tocris, 0938) ip durante 5 días consecutivos antes de la prueba de preferencia hasta una concentración final de 100 mg kg-1 (ref. 58). Se utilizó Zileuton (Tocris, 3308)39 a 50 mg kg-1 en metilcelulosa al 0,6% mediante alimentación forzada, 1 h antes de cada día de prueba de preferencia. Se utilizó HAMI3379 (Cayman 10580)59 o montelukast (Cayman 35779)60 a 0,4 y 10 mg kg-1 respectivamente en PBS estéril por vía intraperitoneal, 1 h antes de cada día de prueba de preferencia. Se inyectó hidrocloruro de ondansetrón (Tocris, 2891)61 ip a 1 mg kg-1 1 h antes de la prueba de preferencia. Aprepitant (Sigma-Aldrich SML2215)62 se inyectó ip 1 h antes de la prueba de preferencia a 5 mg kg-1. Se administró indometacina (Sigma-Aldrich, I7378) por vía oral en el agua de bebida durante 5 días consecutivos antes de la prueba de preferencia en una concentración final de 0,02 mg ml-1. El antagonista selectivo de CGRP, BIBN4096 (Tocris, 4561)63, se inyectó ip a 30 mg kg-1 50 minutos antes de la prueba de preferencia. Todos los fármacos se solubilizaron siguiendo las instrucciones del fabricante. Todos los grupos de control recibieron las soluciones de vehículos adecuadas.

El tamaño de la muestra para los ensayos de fármacos relacionados con los datos ampliados de las figuras 7a a c, e fue el siguiente: datos ampliados, figura 7a: 11 alérgicos a vehículos, 5 alérgicos a aH1R y aH2R, 9 alérgicos a p-clorofenilalanina; Datos ampliados Fig. 7b: 3 alérgicos a vehículos, 5 alérgicos a ondansetrón, 5 alérgicos a aprepitant; Datos ampliados Fig. 7c: 4 alérgicos a vehículos, 5 alérgicos a BIBN4096; Datos ampliados Fig. 7e: 6 alérgicos a vehículos, 5 alérgicos a indometacina.

Para los experimentos de tratamiento con anticuerpos, a los animales se les inyectó por vía intravenosa a través del seno retroorbitario un anticuerpo de control contra la hemocianina de lapa californiana (clon LTF-2) o un anticuerpo bloqueador de GDF15 (ID de patente: WO2014100689A1, obsequio del Dr. Hui Tian)64, ambos a los 10 años. mg kg-1 en 0,1 ml de PBS 6 h antes de la prueba de preferencia. Se inyectó ip GDF15 de ratón purificado (ID de patente: WO2012138919A2) 1 h antes de la prueba de preferencia en concentraciones que oscilaban entre 0,001 y 0,1 mg kg-1.

Los animales se sensibilizaron por vía subcutánea los días 0 y 7 con 0,25 mg kg-1 de OVA libre de endotoxinas (BioVendor 321001) adsorbidos en 50 mg kg-1 de gel de alumbre (Invivogen vac-alu-250) y diluidos hasta un volumen final de 0,2 ml en PBS pH 7,4. Los controles recibieron todo lo anterior excepto OVA (denominado PBS + alumbre).

Para los experimentos de sensibilización oral, los ratones recibieron sondas orales los días 0 y 7 con 5 mg de OVA de grado III con 0,5 mg kg-1 de toxina del cólera (List Biologicals 100B, números de lote 10165A1 y 10165A2) en un volumen final de 0,25 ml. de tampón de bicarbonato de sodio 0,2 M. Tanto la sensibilización como la provocación se llevaron a cabo alrededor del tiempo zeitgeber 4 (ZT4).

Para las provocaciones con alérgenos, todos los grupos recibieron 5 sondas orales con 40 mg de OVA grado III (Sigma-Aldrich A5378) en 0,25 ml de agua potable normal los días 14, 18, 21, 24 y 28, a menos que se indique lo contrario. Para las higos. 3 y 4 y datos ampliados Figs. 5 y 6, todos los grupos recibieron 5 sondas orales con 50 mg de OVA grado III (como arriba) en 0,2 ml de PBS los días 14, 16, 18, 20 y 22.

El comportamiento de bebida se determinó mediante la prueba de preferencia de dos botellas en jaulas lickometer hechas a medida, sobre la base de la prueba de preferencia de sacarosa comúnmente utilizada65 y siguiendo estudios previos13,17. Dos días después de la última sensibilización, el día 9, los ratones se colocaron individualmente en las jaulas del lickómetro y se transfirieron a la sala de pruebas con temperatura controlada. Durante los 5 días de adaptación, los ratones recibieron exposición continua a dos botellas de agua normales. Las mediciones de referencia comenzaron el último día de adaptación, el día 14. El día 15, a cada ratón se le dio una botella de agua y una botella que contenía 1% de OVA (grado II, Sigma A5253), a menos que se indique lo contrario, 30 minutos antes de que se encendieran las luces. apagado. El número de lamidas en cada botella se registró periódicamente (1 o 5 minutos, según se indica) durante la noche. El día 16 en ZT2, las botellas de OVA se cambiaron nuevamente a botellas de agua normales y se midió la preferencia inicial hasta el día siguiente. El día 17, los ratones recibieron dos botellas nuevas 30 minutos antes de que se apagaran las luces: una que contenía agua y la otra que contenía una solución nueva de OVA al 1%. Las posiciones de las botellas se cambiaron para tener en cuenta la posible preferencia de lugar. Los resultados de preferencia se expresan como lamidos acumulativos a lo largo del tiempo o como porcentaje de preferencia de OVA, calculado utilizando el área bajo la curva de lamidos acumulativos de la botella de OVA dividido por el total de lamidos acumulados (OVA + agua). La ingesta total de solución también se midió calculando la diferencia en el peso de la solución antes y después de la prueba de preferencia. Los ratones tuvieron acceso ad libitum a la dieta chow.

La especificidad de evitación se probó utilizando albúmina sérica bovina (Fisher BP1600-1). Utilizamos benzoato de denatonio (Sigma D5765) como compuesto amargo para el control positivo de la conducta de evitación.

Los cerebros se recolectaron 90 minutos después del primer o quinto desafío oral con OVA. Para minimizar el estrés inducido por la sonda, administramos sondas simuladas con agua potable normal durante 3 días antes de la provocación final con alérgenos. Los ratones se anestesiaron profundamente con isoflurano (Covetrus) y se les perfundió transcardialmente con PBS seguido de paraformaldehído (PFA) al 4% recién preparado en PBS. Los cerebros disecados se mantuvieron en PFA al 4% a 4 °C durante 48 h, se lavaron 3 veces en PBS y se transfirieron a una solución de sacarosa al 30% en PBS durante 2 días y luego se cortaron en secciones coronales de 40 μm de espesor (área postrema, dorsal núcleo motor del vago, NTS y ​​PBN) y secciones de 100 μm de espesor (hipotálamo lateral y CeA) utilizando un criostato Leica CM3050 S (Leica Biosystems). Brevemente, las secciones se permeabilizaron con PBS con Triton X-100 al 0,3 % durante 30 min a temperatura ambiente y luego se bloquearon en PBS con Triton X-100 al 0,3 % y suero de burro normal al 10 % en glicina 0,3 M durante 1 h a temperatura ambiente. . Al bloqueo le siguió la incubación con anticuerpo primario monoclonal de conejo anti-FOS (dilución 1:1000, Cell Signaling 2250S) o anticuerpo primario policlonal de conejo anti-Fluoro-Gold (fluorocromo 1:1000) en la misma solución de bloqueo durante la noche durante 16 h y luego con anticuerpo fluorescente secundario IgG anti-conejo de burro conjugado con Alexa Fluor 594 (dilución 1:500, Invitrogen A21207) durante 2 h a temperatura ambiente. Después de lavarlas nuevamente con la solución de permeabilización, las secciones se montaron en portaobjetos y se visualizaron utilizando un microscopio fluorescente All-In-One Keyence (modelo BZ-X710, Keyence). Las imágenes se tomaron utilizando el objetivo ×4. Las regiones del cerebro se definieron sobre la base del atlas de referencia Allen Mouse Brain Atlas (https://mouse.brain-map.org/) y se procesaron utilizando el software de código abierto Fiji-ImageJ66. Un investigador ciego cuantificó manualmente las células FOS+ durante todo el procedimiento. En el experimento con ratones de tipo salvaje e IgE-KO, el inmunomarcaje con FOS se llevó a cabo utilizando un protocolo de limpieza de todo el cerebro67,68 (1:1000, FOS, anticuerpo policlonal de conejo, 226 003, Synaptic Systems). Las imágenes se adquirieron en el microscopio de lámina de luz (LaVision Ultramicroscope II). Para la cuantificación y el análisis de FOS, se utilizó el proceso ClearMap268, con validación manual (y ciega) de los recuentos celulares en NTS, área postrema y PBN. Los parámetros para la detección de FOS se ajustaron antes del análisis de FOS. Todas las imágenes fueron procesadas en Imaging Core Facility, en la Universidad de Yale.

Los niveles séricos de IgE total y de anticuerpos IgE específicos de OVA se determinaron mediante un ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA) en sándwich. Para la IgE total, se recubrieron placas de grado ELISA (490012-252, VWR) durante la noche a 4 °C con 2 mg ml-1 de IgE anti-ratón (553413, clon R35-72, BD Pharmingen) en tampón de carbonato de sodio 0,1 M. pH 9,5. Las placas se bloquearon con albúmina sérica bovina al 1% (Fisher BP1600-1) durante 2 h a temperatura ambiente. El suero de ratones sensibilizados y de control se diluyó hasta 1:100 y se incubó durante 2 h a temperatura ambiente. Se usó IgE de ratón purificada (BD Biosciences 557079 para BALB/c y 557080 para C57BL/6) como estándar en la concentración más alta de 10 ng ml-1 seguido de diluciones dobles para crear una curva estándar. Posteriormente, se incubaron 500 ng ml-1 de anticuerpos de detección anti-IgE conjugados con biotina (553419, clon R35-118, BD Biosciences) durante 1 h a temperatura ambiente seguido de otra incubación con estreptavidina conjugada con HRP diluida (554066, BD Biosciences ) durante 30 min a temperatura ambiente. Luego las placas se incubaron en la oscuridad a temperatura ambiente con reactivo de sustrato TMB (555214, BD Biosciences) y se revisó el color cada 3 minutos. Las placas se leyeron a 450 nm inmediatamente después de agregar la solución de parada (H2SO4 3 M). Entre cada paso, las placas se lavaron de cinco a siete veces con Tween-20 al 0,05% en PBS. Las concentraciones séricas de IgE específica de OVA se analizaron mediante el mismo método ELISA. Se utilizó IgE anti-OVA de ratón purificada (MCA2259, clon 2C6, Bio-Rad) como estándar con la concentración más alta de 100 ng ml-1. Los anticuerpos de captura fueron los mismos que para el ensayo de IgE total y para la detección se utilizaron 8 mg ml-1 de OVA biotinilada (OVA1-BN-1, Nanocs). Los anticuerpos IgG1 específicos de OVA en el suero se analizaron mediante ELISA directo. Las placas se recubrieron durante la noche a 4 °C con 20 mg ml-1 de OVA de grado V (A5503, Sigma-Aldrich) en tampón de recubrimiento (carbonato de sodio 0,1 M, pH 9,5). Después del paso de bloqueo, las muestras de suero se diluyeron hasta 1:10.000 y se incubaron durante 1 hora a temperatura ambiente. Se utilizó IgG1 BALB/c de ratón purificada (557273, clon MOPC-31C, BD Biosciences) como estándar con la concentración más alta de 100 ng ml-1. Se utilizó IgG1 de ratón conjugada con biotina (553441, clon A85-1, BD Biosciences) para la detección a 100 ng ml-1. La estreptavidina conjugada con HRP, los reactivos de sustrato y las soluciones de bloqueo y lavado utilizadas para ELISA de IgG1 fueron las mismas que se describen anteriormente para los ELISA de IgE.

Para determinar la aparición de anafilaxia sistémica activa, los ratones sensibilizados fueron expuestos por vía intravenosa a través del seno retroorbitario a 5 mg kg-1 de OVA grado V (A5503, Sigma-Aldrich) 14 días después de la primera sensibilización en ZT4. Para la anafilaxia oral, a los ratones se les administró 40 mg de OVA de grado III (A5378, Sigma-Aldrich) por vía intragástrica. La temperatura rectal se midió cada 30 minutos durante 4 h después de la exposición utilizando una sonda (Thermalert TH-5).

Los ratones fueron sensibilizados con OVA y alumbre los días 0 y 7 como se describió anteriormente. Los ratones recibieron una dieta líquida de 4 a 5 días antes para promover la supervivencia y la recuperación. Los ratones fueron tratados por vía intraperitoneal con bupivacaína (2 mg kg-1), buprenorfina (1 mg kg-1) y meloxicam (5 mg kg-1). Los ratones se anestesiaron con isoflurano al 4% para la inducción y luego se transfirieron bajo el microscopio y se mantuvieron entre 1 y 1,5% de isoflurano durante la cirugía. Se realizó una incisión en la línea media abdominal a través de la piel y la pared intraperitoneal. El estómago se exteriorizó para exponer el esófago. Se colocaron suavemente dos agujas 19G romas y dobladas en el extremo proximal y distal del esófago para aislarlo del tejido restante. Se podían observar los nervios vagos discurriendo dorsal y ventral al esófago. Los nervios se cortaron en el extremo más proximal del esófago utilizando unas pinzas finas curvas. Los ratones de control operados de forma simulada recibieron el mismo procedimiento quirúrgico excepto por la incisión de los nervios. Se retiraron las agujas romas y se suturaron la cavidad intraperitoneal y la capa de piel. Los animales después de la cirugía recibieron una dieta líquida durante diez días y comida humedecida también cinco días después de la cirugía. Luego, los animales recibieron una dieta normal y se utilizaron con fines experimentales dos semanas después de la cirugía. La verificación histológica de la vagotomía se confirmó mediante una inyección ip de fluoro-oro (fluorocromo) al 0,1%, seguida de un examen de su presencia en el núcleo motor dorsal del vago 2 semanas después de la inyección.

El tiempo de tránsito gastrointestinal se evaluó inmediatamente después de la cuarta provocación oral con OVA intragástrica, el día 24 después de la sensibilización alérgica en ZT3. Los ratones se alimentaron con una solución de 0,25 ml con 6% de rojo carmín (C1022, Sigma-Aldrich), 0,5% de metilcelulosa (M0512, Sigma-Aldrich) y 40 mg de OVA de grado III. Después de la alimentación por sonda oral y durante la duración del ensayo, los ratones se colocaron individualmente en jaulas limpias que contenían ropa de cama normal. Los ratones tuvieron libre acceso a comida y agua y fueron monitoreados para detectar diarrea. El tiempo de tránsito gastrointestinal se midió como el tiempo entre la alimentación por sonda oral y la aparición del primer sedimento fecal que contenía el tinte rojo carmín. Los ratones se agruparon al final del ensayo.

Se prepararon suspensiones unicelulares de epitelio del intestino delgado y lámina propia como se describió anteriormente69,70. Brevemente, se aisló el intestino delgado y se abrió longitudinalmente. Luego se enjuagó su contenido en PBS tras la eliminación de las placas de Peyer. Luego, el tejido se cortó en segmentos de 2 a 3 cm y se incubó en medio RPMI (ThermoFisher) que contenía EDTA 5 mM, 0,145 mg ml-1 de ditiotreitol y FBS al 3% a 37 °C con CO2 al 5% durante 20 minutos con agitación. Se lavaron trozos de intestino en RPMI que contenía EDTA 2 mM para separar la fracción epitelial. Luego, esta fracción se sometió a un gradiente de densidad de Percoll del 30 % mediante centrifugación (GE17-0891-01, Sigma-Aldrich). La digestión de la lámina propia se llevó a cabo utilizando 0,1 mg ml-1 de Liberase TL (Roche no. 540102001) y 0,5 mg ml-1 de ADNasa (DN25, Sigma-Aldrich) en RPMI durante 30 minutos a 37 °C con 5% de CO2. El tejido digerido se filtró secuencialmente a través de coladores de 70 mM y 40 mM y luego se lavó en RPMI que contenía FBS al 3% y luego se tiñeron las células para su posterior análisis.

Los ratones fueron sacrificados mediante inhalación de CO2. La sangre se recogió mediante punción cardíaca y luego se sometió a tres rondas de lisis de glóbulos rojos utilizando tampón de lisis ACK (Lonza nº BP10-548E), y la suspensión unicelular se tiñó para citometría de flujo. A los ratones también se les inyectaron por vía intraperitoneal 4 ml de medio RPMI completo y 1 ml de aire. El medio se aspiró de la cavidad peritoneal utilizando una pipeta Pasteur de vidrio. El líquido recogido se centrifugó y la suspensión unicelular se tiñó para citometría de flujo.

Las suspensiones unicelulares se trataron con anti-CD16/32 (bloque Fc; 14-9161-73, ThermoFisher) y se tiñeron con el marcador vivo/muerto bromuro de monoazida de etidio (ThermoFisher no. E1374) en FBS al 2% en PBS o Zombie. Kit de viabilidad reparable amarillo (Biolegend no. 423103) en PBS. Los siguientes anticuerpos se utilizaron a una concentración de 1 mg ml-1 excepto donde se indique lo contrario: APC–Cy7–CD117 (clon 2B8; Biolegend no. 105826), APC/eFluor780–MHCII (clon M5/114.15.2; eBioscience 47- 5321-82), APC/eFluor780–CD19 (clon eBio1D3; eBioscience 47-0193-82), APC/eFluor780–CD4 (clon RM4-5; Invitrogen 47-0042-82), PE–FCER1 (clon MAR-1; eBioscience 12-5898-82), PE–SiglecF (clon E50-2440; BD Pharmingen no. 552126), PE–Gata3 (clon TWAJ; eBioscience no. 12-9966-42), eFluor450-CD45 (clon 30-F11; eBioscience no. 48-0451-82), eFluor450–FCER1 (clon MAR-1; eBioscience no. 48-5898-82), APC–CD11b (clon M1/70; eBioscience no. 17-0112-82), APC– Ly6c (clon HK1.4; eBioscience no. 17-5932-82), APC – TCRb (clon H57-597; Biolegend no. 109212), APC – SA (eBioscience no. 17-4317-82), APC – MHCII ( clon M5/114.15.2; eBioscience no. 17-5321-82), Alexa700-CD3 (clon 17A2; Biolegend no. 100216), Alexa700–CD45 (clon 30-F11; Biolegend no. 103128), Alexa700–CD19 (clon 6D5; Biolegend no. B189284), PE/Cy–CD3e (clon 145-SC11, eBioscience no. 25-0031-82), PE/Cy7–Ly6G (clon RB6-8C5; eBioscience no. 25-5931-82), PE/Cy7–CD117 (clon 2B8; eBioscience no. 25-1171-82), PE/Cy7 –Tbet (clon eBio4B10; eBioscience no. 25-5825-82), PE/Cy7–CD4 (clon GK1.5; Biolegend no. 100422), PE/Cy7–CD11b (clon M1/70; eBioscience no. 25-0112 -82), PE/Cy7–CD45R (clon RA3-6B2; eBioscience no. 25-0452-82), PE/Cy7–NK1.1 (clon PK136; BD Pharmingen no. 552878), FITC–CD11c (clon N418; eBioscience nº 11-0114-85), FITC–IgE (clon R35-72; BD Pharmingen nº 553415), FITC–CD11b (clon M1/70; eBioscience nº 11-0112-85), FITC–CD19 (clon eBio1D3; eBioscience no. 11-0193-82), FITC–Gr1 (Ly6G/Ly6c; clon RB6-8C5; Biolegend no. 108406), FITC–NK1.1 (clon PK136; Biolegend no. 108706), FITC–Ter119 ( clon Ly76; Biolegend no. 116206), FITC–CD49b (clon DX5; Biolegend no. 108906), FITC–Lin (clones 145-2C11, RB6-8C5, RA3-6B2, Ter119, M1/70; Biolegend no. 133301) , FITC–MHCII (clon M5/114.15.2; eBioscience no. 11-5321-82), biotina-IgE (clon R35-72; BD Pharmingen no. 553414), BV711–F4/80 (clon T45-2342; BD Horizonte no. 565612), BV421–CD11b (clon M1/70; BD Horizon no. 562605), BV421–RORgt (clon Q31-378; BD Horizon no. 562894), BUV395–CD45 (clon 30-F11; BD Horizon no. 564279) , BUV737–CD90.2 (clon 53-2.1; BD Bioscience no. 741701) y PECy5.5–Foxp3 (clon FJK-16s; eBioscience no. 35-5773-82). Las células se fijaron con PFA al 1,6% (Electron Microscopy Sciences, no. 15710). La citometría de flujo se realizó utilizando un analizador BD LSRII equipado con los siguientes láseres: 355 nm (ultravioleta), 405 nm (violeta), 488 nm (azul) y 633 nm (rojo). Los datos se analizaron utilizando el software FlowJo v10.8.1. Las puertas se dibujaron según la fluorescencia menos un control. La activación representativa de todos los experimentos se puede encontrar en la figura complementaria 1. Las figuras complementarias 1a a f indican poblaciones de células inmunitarias del intestino delgado, la figura complementaria 1g muestra la activación de mastocitos peritoneales y la figura complementaria 1h muestra la estrategia de activación para la identificación de sangre. basófilos.

Para los experimentos de RNAscope, la hibridación fluorescente in situ se llevó a cabo en tejidos FFPE como se describió anteriormente71. Brevemente, se sensibilizó a los ratones como se indicó anteriormente y se les administró por vía intragástrica 6 veces en días alternos 50 mg de OVA de grado III. Una hora después de la sexta alimentación forzada, los ratones fueron sacrificados mediante asfixia con CO2 y se recogieron el intestino delgado y el colon. Los tejidos se lavaron con PBS, seguido de PFA al 4%, se abrieron longitudinalmente y se fijaron durante la noche a temperatura ambiente. Al día siguiente, el intestino delgado se dividió en tercios y todos los tejidos se enrollaron mediante la técnica del rollo suizo y posteriormente se incluyeron en parafina. RNAscope se realizó utilizando el kit RNAscope Multiplex Fluorescente v2 (ACD 323110) utilizando sondas específicas para GDF15 (ACD 318521), EPCAM (ACD 418151-C2) y FCER1A (ACD 511331-C3) siguiendo las instrucciones del fabricante para tejidos FFPE con detección fluorescente. hasta Opal 620, Opal 520 y Opal 570, respectivamente (Akoya Biosciences FP1495001KT, FP1487001KT, SKU FP1488001KT). Los portaobjetos se tiñeron con 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI). Se confirmó la calidad del ARN tisular y se estableció el umbral de fondo utilizando sondas de control positivas y negativas (ACD 320881, ACD320871). Las imágenes se adquirieron en un microscopio de fluorescencia Leica STP 6000 mediante escaneos en mosaico de secciones enteras de rollos suizos con una resolución de ×20. El análisis de colocalización de FCER1A, EPCAM y GDF15 se llevó a cabo en Qupath (QuPath Quantitative Pathology & Bioimage Analysis, v3.0) sobre la base del umbral fluorescente de las células detectadas por la positividad de DAPI.

Se recogieron muestras de tejido duodenal proximal (3 cm inmediatamente distal al píloro) de ratones LTC4S-KO de control o de tipo salvaje sensibilizados o de control de compañeros de camada 1 h después de la quinta exposición intragástrica a OVA. La cuantificación dirigida de eicosanoides se llevó a cabo en el Lipidomics Core de UCSD. Brevemente, los eicosanoides se purificaron utilizando columnas poliméricas de fase inversa Strata-x (8B-S100-UBJ Phenomenex), se reconstituyeron en tampón A y se analizaron mediante cromatografía líquida de ultrarendimiento de fase inversa con espectrometría de masas utilizando un espectrómetro de masas Sciex 6500 Qtrap utilizando los métodos descritos anteriormente. métodos72.

Los mastocitos se cuantificaron histológicamente mediante tinción CAE como se describió anteriormente22. Brevemente, se recogieron los 10 cm medios del intestino delgado 1 h después de la séptima sonda OVA y se lavaron una vez por vía intraluminal con PBS y luego una vez con NBF al 10%. Luego se abrieron los intestinos longitudinalmente y se fijaron durante la noche en papel Whatman en NBF al 10% a temperatura ambiente y posteriormente se enrollaron en rollos suizos como se describió anteriormente. Luego, los intestinos se deshidrataron, se incluyeron en parafina, se cortaron en secciones de 5 μm y el Servicio de Tejidos Patológicos de Yale los tiñó para detectar naftol cloroacetato esterasa. Se tomaron imágenes de los mastocitos y se cuantificaron contando manualmente cinco campos de visión independientes × 10 para células CAE+ en QuPath y promediándolos para obtener un promedio por muestra independiente. Cada muestra biológica independiente se representa como un punto individual en la figura de datos ampliados 3h.

El suero para todas las mediciones de GDF15 se tomó de ratones 1 h después de la exposición intragástrica a 50 mg de OVA, a menos que se indique lo contrario. Los niveles de GDF15 en el suero se midieron mediante ELISA (R&D, MGD150).

Para la extracción de ARN tisular, los tejidos se recogieron en reactivo de aislamiento de ARN RNA STAT-60 (Amsbio) y se rompieron mediante homogeneización de perlas (Omni, INC). El ARN se extrajo utilizando el mini kit Direct-zol RNA (Zymo, R2051). La síntesis de ADNc se llevó a cabo utilizando la transcriptasa inversa MMLV (Clontech) con cebadores oligo(dT). La PCR cuantitativa con transcripción inversa se llevó a cabo en el sistema en tiempo real CFX384 (Bio-Rad) utilizando PerfeCTa SYBR Green Supermix (Quanta Biosciences) y las transcripciones se normalizaron a Rpl13a.

Los análisis estadísticos se realizaron en el software GraphPad Prism v9.5.0. Los datos se analizaron con la prueba U de Mann-Whitney (dos grupos experimentales) o ANOVA unidireccional con prueba de comparación múltiple. La significación estadística se define como *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Se utilizaron análisis estadísticos no paramétricos en todo el manuscrito y todos los datos son media ± sem, a menos que se indique lo contrario.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Todos los datos estarán disponibles gratuitamente previa solicitud razonable. Se puede acceder a los datos de secuenciación de ARN unicelular para células inmunitarias intestinales durante la alergia alimentaria en ratones BALB/cJ (Datos ampliados, figura 7g) en el National Center for Biotechnology Information Gene Expression Omnibus, número de acceso GSE124880 (ref. 73). Alternativamente, los datos procesados ​​de secuenciación de ARN unicelular para este mismo estudio se pueden encontrar en https://portals.broadinstitute.org/single_cell/study/fasi-immune-mouse-small-intestine. El atlas de referencia de Allen Mouse Brain Atlas está disponible en https://atlas.brain-map.org. ClearMap 2.0 con WobblyStitcher, TubeMap y CellMap está disponible en https://github/ChristophKirst/ClearMap2 (refs. 68,74). Los datos originales se proporcionan con este documento.

Hoffman, SA, Shucard, DW y Harbeck, RJ El sistema inmunológico puede afectar el aprendizaje: enfermedad crónica por complejos inmunes en un modelo de rata. J. Neuroinmunol. 86, 163-170 (1998).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Talbot, S., Foster, SL & Woolf, CJ Neuroinmunidad: fisiología y patología. Año. Rev. Immunol. 34, 421–447 (2016).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Jackson, KD, Howie, LD y Akinbami, LJ Tendencias en las condiciones alérgicas entre los niños: Estados Unidos, 1997-2011 Resumen de datos 1–8 (NCHS, 2013).

Strachan, DP Fiebre del heno, higiene y tamaño del hogar. Hno. Medicina. J. 299, 1259-1260 (1989).

Artículo CAS Google Scholar

Moneret-Vautrin, DA, Morisset, M., Flabbee, J., Beaudouin, E. y Kanny, G. Epidemiología de la anafilaxia letal y potencialmente mortal: una revisión. Alergia 60, 443–451.

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Profet, M. La función de la alergia: defensa inmunológica frente a las toxinas. Q. Rev. Biol. 66, 23–62 (1991).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Stebbings, JH Jr. Hipersensibilidad inmediata: ¿una defensa contra los artrópodos? Perspectiva. Biol. Medicina. 17, 233–241 (1974).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Palm, NW, Rosenstein, RK y Medzhitov, R. Defensas alérgicas del huésped. Naturaleza 484, 465–472 (2012).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Marichal, T. et al. Un papel beneficioso de la inmunoglobulina E en la defensa del huésped contra el veneno de las abejas. Inmunidad 39, 963–975 (2013).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Palm, noroeste y col. La fosfolipasa A2 del veneno de abeja induce una respuesta primaria de tipo 2 que depende del receptor ST2 y confiere inmunidad protectora. Inmunidad 39, 976–985 (2013).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Undem, B. y Taylor-Clark, T. Mecanismos subyacentes a los síntomas de la alergia de base neuronal. J. Clínica de Alergia. Inmunol. 133, 1521-1534 (2014).

Cara, DC, Conde, AA & Vaz, NM Inducción inmunológica de la aversión al sabor en ratones. Braz. J. Med. Biol. Res. 27, 1331-1341 (1994).

CAS PubMed Google Académico

Basso, AS, De Sá-Rocha, LC & Palermo-Neto, J. Aversión al sabor inducida por inmunidad en ratones: modificación por tratamiento neonatal con capsaicina. Neuroinmunomodulación 9, 88–94 (2001).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Djurić, VJ et al. Aversión condicionada al gusto en ratas sometidas a shock anafiláctico. Ana. Académico de Nueva York. Ciencia. 496, 561–568 (1987).

Artículo ADS PubMed Google Scholar

Damak, S. y col. Los ratones nulos Trpm5 responden a compuestos amargos, dulces y umami. Química. Sentidos 31, 253–264 (2006).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Chen, C.-YY et al. La inducción de mastocitos mucosos productores de interleucina-9 promueve la susceptibilidad a la alergia alimentaria experimental mediada por IgE. Inmunidad 43, 788–802 (2015).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mirotti, L., Mucida, D., de Sá-Rocha, LC, Costa-Pinto, FA y Russo, M. Aversión a los alimentos: un equilibrio crítico entre los niveles de IgE específica de alérgenos y la preferencia de sabor. Comportamiento cerebral. Inmune. 24, 370–375 (2010).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Campos, CA, Bowen, AJ, Roman, CW y Palmiter, RD Codificación del peligro por neuronas parabraquiales CGRP. Naturaleza 555, 617–620 (2018).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mayordomo, RK et al. Activación de subpoblaciones neuronales fenotípicamente distintas de la amígdala de rata después de la exposición al olor de un depredador. Neurociencia 175, 133-144 (2011).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Leyva-Castillo, J.-M. et al. La lesión mecánica de la piel promueve la anafilaxia alimentaria al impulsar la expansión de los mastocitos intestinales. Inmunidad 50, 1262-1275 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Matsushita, K. y col. El papel de Sp140 revelado en las respuestas de IgE y mastocitos en ratones Collaborative Cross. JCI Insight https://doi.org/10.1172/jci.insight.146572 (2021).

Brandt, EB y cols. Los mastocitos son necesarios para la diarrea experimental inducida por alérgenos orales. J.Clin. Invertir. 112, 1666-1677 (2003).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Galli, SJ & Tsai, M. IgE y mastocitos en enfermedades alérgicas. Nat. Medicina. 18, 693–704 (2012).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Finkelman, FD y cols. Se requiere IL-4 para generar y mantener respuestas de IgE in vivo. J. Inmunol. 141, 2335–2341 (1988).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Eisenbarth, SC y cols. Respuestas de células T auxiliares tipo 2 dependientes del receptor tipo Toll mejoradas con lipopolisacáridos al antígeno inhalado. J. Exp. Medicina. 196, 1645-1651 (2002).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Florsheim, EB, Sullivan, ZA, Khoury-Hanold, W. y Medzhitov, R. La alergia alimentaria como sistema biológico de control de la calidad de los alimentos. Celular https://doi.org/10.1016/j.cell.2020.12.007 (2021).

Oettgen, HC y col. Anafilaxia activa en ratones con deficiencia de IgE. Naturaleza 370, 367–370 (1994).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Aguilera-Lizarraga, J. et al. La respuesta inmune local a los antígenos alimentarios provoca dolor abdominal inducido por las comidas. Naturaleza 590, 151-156 (2021).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bárbara, G. et al. Excitación dependiente de mastocitos de las neuronas sensoriales nociceptivas viscerales en el síndrome del intestino irritable. Gastroenterología 132, 26–37 (2007).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Wernersson, S. & Pejler, G. Gránulos secretores de mastocitos: armados para la batalla. Nat. Rev. Immunol. 14, 478–494 (2014).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Bhargava, KP & Dixit, KS Papel de la zona desencadenante de quimiorreceptores en la emesis inducida por histamina. Hno. J. Farmacol. 34, 508–513 (1968).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Solinski, HJ y cols. Las neuronas Nppb son sensores de picazón inducida por mastocitos. Representante celular 26, 3561–3573 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Xie, Z. y col. El eje intestino-cerebro para las respuestas defensivas inducidas por toxinas. Celda 185, 4298–4316 (2022).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Cao, YQ y cols. Se requieren taquiquininas aferentes primarias para experimentar dolor de moderado a intenso. Naturaleza 392, 390–394 (1998).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Wallrapp, A. y col. El péptido relacionado con el gen de la calcitonina regula negativamente las respuestas de las células linfoides innatas tipo 2 impulsadas por alarmina. Inmunidad 51, 709–723 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Murakami, M., Austen KF & Arm, JP La fase inmediata de la estimulación del ligando c-kit de mastocitos derivados de la médula ósea de ratón provoca una rápida generación de leucotrienos C4 mediante la activación postraduccional de la fosfolipasa A2 citosólica y la 5-lipoxigenasa. J. Exp. Medicina. 182, 197–206 (1995).

Lewis, RA y cols. Generación de prostaglandina D2 después de la activación de mastocitos humanos y de rata con anti-IgE. J. Inmunol. 129, 1627-1631 (1982).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Voisin, T. y col. El receptor CysLT2R media la picazón aguda y crónica provocada por leucotrienos C4. Proc. Acad. Nacional. Ciencia. Estados Unidos 118, e2022087118 (2021).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang, F. y col. Un eje basófilo-neuronal promueve la picazón. Celda 184, 422–440 (2021).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Taylor-Clark, TE et al. Activación de neuronas nociceptivas inducida por prostaglandinas mediante interacción directa con el potencial receptor transitorio A1 (TRPA1). Mol. Farmacéutico. 73, 274–281 (2008).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Bin, N.-R. et al. Una vía sensorial que va de las vías respiratorias al cerebro media la enfermedad inducida por la influenza. Naturaleza https://doi.org/10.1038/s41586-023-05796-0 (2023).

Kanaoka, Y. & Boyce, JA Cisteinil leucotrienos y sus receptores; conceptos emergentes. Alergia Asma Inmunol. Res. 6, 288–295 (2014).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chebolu, S., Wang, Y., Ray, AP y Darmani, NA Pranlukast previene la emesis inducida por cisteinil leucotrienos en la menor musaraña (Cryptotis parva). EUR. J. Farmacol. 628, 195–201 (2010).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Zhang, C. y col. Tipos de células del área postrema que median los comportamientos asociados a las náuseas. Neurona 109, 461–472 (2021).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Wang, D. y col. GDF15: biología emergente y aplicaciones terapéuticas para la obesidad y las enfermedades cardiometabólicas. Nat. Rev. Endocrinol. 17, 592–607 (2021).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Coll, AP y cols. GDF15 media los efectos de la metformina sobre el peso corporal y el equilibrio energético. Naturaleza 578, 444–448 (2020).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Mulderrig, L. y col. El estrés transcripcional impulsado por aldehídos desencadena una respuesta anoréxica al daño del ADN. Naturaleza 600, 158–163 (2021).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Rankin, LC y Artis, D. Más allá de la defensa del huésped: funciones emergentes del sistema inmunológico en la regulación de la fisiología compleja de los tejidos. Celda 173, 554–567 (2018).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Tracey, KJ Control reflejo de la inmunidad. Nat. Rev. Immunol. 9, 418–428 (2009).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Koren, T. y col. Las neuronas de la corteza insular codifican y recuperan respuestas inmunitarias específicas. Celda 184, 5902–5915 (2021).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Noben-Trauth, N. et al. Se revela una vía independiente de la interleucina 4 (IL-4) para la producción de IL-4 en células T CD4+ en ratones con deficiencia del receptor de IL-4. Proc. Acad. Nacional. Ciencia. Estados Unidos 94, 10838–10843 (1997).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kanaoka, Y., Maekawa, A., Penrose, JF, Austen, KF y Lam, BK Permeabilidad vascular peritoneal atenuada inducida por zimosano y anafilaxia cutánea pasiva dependiente de IgE en ratones que carecen de leucotrieno C4 sintasa. J. Biol. Química. 276, 22608–22613 (2001).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Beller, TC, Maekawa, A., Friend, DS, Austen, KF y Kanaoka, Y. La alteración genética dirigida revela el papel del receptor de cisteinil leucotrieno 2 en el aumento de la permeabilidad vascular y en la fibrosis pulmonar inducida por bleomicina en ratones. J. Biol. Química. 279, 46129–46134 (2004).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Dahdah, A. y col. Los mastocitos agravan la sepsis al inhibir la fagocitosis de los macrófagos peritoneales. J.Clin. Invertir. 124, 4577–4589 (2014).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Florsheim, E. et al. Mecanismos innatos integrados implicados en la inflamación alérgica de las vías respiratorias a la serina proteasa subtilisina. J. Inmunol. 194, 4621–4630 (2015).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Lim, SAO y cols. Excitación mejorada de histamina H2 de interneuronas colinérgicas del cuerpo estriado en discinesia inducida por l-DOPA. Neurobiol. Dis. 76, 67–76 (2015).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hossen, MA y cols. Efecto de la loratadina en modelos de ratón con prurito asociado a dermatitis atópica. En t. Inmunofarmacol. 5, 1331-1336 (2005).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Puede, Ö. D., Demir Özkay, Ü. & Üçel, U. İ. Efecto antidepresivo de la vitexina en ratones BALB/c y evidencia de la participación de mecanismos monoaminérgicos. EUR. J. Farmacol. 699, 250–257 (2013).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Wunder, F. y col. Caracterización farmacológica del primer antagonista potente y selectivo del receptor de cisteinil leucotrieno 2 (CysLT2). Hno. J. Farmacol. 160, 399–409 (2010).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jones, TR y cols. Farmacología de montelukast sódico (SingulairTM), un antagonista potente y selectivo del receptor de leucotrienos D4. Poder. J. Physiol. Farmacéutico. 73, 191–201 (1995).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Gupta, D., Radhakrishnan, M. & Kurhe, Y. Ondansetron, un antagonista del receptor 5HT3, revierte el comportamiento similar a la depresión y la ansiedad en ratones diabéticos inducidos por estreptozotocina: posible implicación del sistema serotoninérgico. EUR. J. Farmacol. 744, 59–66 (2014).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Yang, Y. et al. Aprepitant inhibe JNK y p38/MAPK para atenuar la inflamación y suprimir el dolor inflamatorio. Frente. Farmacéutico. 12, 811584 (2022).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Pinho-Ribeiro, FA et al. El bloqueo de la señalización neuronal a las células inmunitarias trata la infección invasiva estreptocócica. Celda 173, 1083–1097 (2018).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Luan, HH et al. GDF15 es un mediador central de la tolerancia tisular inducido por inflamación. Celda 178, 1231-1244 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Liu, M.-Y. et al. Prueba de preferencia de sacarosa para medir la anhedonia inducida por estrés en ratones. Nat. Protocolo. 13, 1686-1698 (2018).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Schindelin, J. y col. Fiji: una plataforma de código abierto para el análisis de imágenes biológicas. Nat. Métodos 9, 676–682 (2012).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Renier, N. y col. IDISCO: un método simple y rápido para inmunomarcar muestras de tejido grandes para obtener imágenes de volumen. Celda 159, 896–910 (2014).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Renier, N. y col. Mapeo de la actividad cerebral mediante análisis de volumen automatizado de genes tempranos inmediatos. Celda 165, 1789–1802 (2016).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Spencer, SP y cols. La adaptación de las células linfoides innatas a una deficiencia de micronutrientes promueve la inmunidad de barrera tipo 2. Ciencia 343, 432–437 (2014).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sullivan, ZA et al. Las células T γδ regulan la respuesta intestinal a la detección de nutrientes. Ciencia 371, eaba8310 (2021).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Wang, F. y col. RNAscope: una novedosa plataforma de análisis de ARN in situ para tejidos fijados con formalina e incluidos en parafina. J. Mol. Diagnóstico 14, 22-29 (2012).

Quehenberger, O. y col. La lipidómica revela una notable diversidad de lípidos en el plasma humano 1 [S]. J. Res de lípidos. 51, 3299–3305 (2010).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Xu, H. y col. El atlas transcripcional de células inmunes intestinales revela que el neuropéptido α-CGRP modula las respuestas de las células linfoides innatas del grupo 2. Inmunidad 51, 696–708 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kirst, C. y col. Mapeo de la organización a escala fina y la plasticidad de la vasculatura cerebral. Celda 180, 780–795 (2020).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

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Agradecemos a todos los miembros de los laboratorios de RM y MOD por las discusiones, y a C. Annicelli, S. Cronin y J. Bober por su ayuda con el cuidado y la cría de animales. Agradecemos a W. Khoury-Hanold por retrocruzar los ratones Trpm5-/- con el fondo BALB/c. Agradecemos a D. Mucida por las discusiones y por proporcionar los ratones RMB F1. Agradecemos a los miembros del núcleo de Lipidomics de UCSD por su ayuda con la cuantificación de eicosanoides mediante espectrometría de masas. También agradecemos a T. Carvalho y C. H. Serezani por sus sugerencias constructivas, y a M. Sikora por su ayuda para analizar los datos de secuenciación de ARN unicelular de células inmunes publicados anteriormente. Los diagramas esquemáticos de las Figs. 1a,g, 2g y 3j y datos ampliados Figs. 1i, 2a, 4f, 5a,e, 6a y 10c fueron creados con BioRender.com. El laboratorio de RM cuenta con el apoyo del Instituto Médico Howard Hughes, la Iniciativa Científica sobre Alergias Alimentarias, la Investigación y Educación sobre Alergias Alimentarias, la Fundación de la Familia Blavatnik y una subvención de los Institutos Nacionales de Salud (AI144152-01). RM es investigador del Instituto Médico Howard Hughes. NDB cuenta con el apoyo del Instituto Nacional de Alergias y Enfermedades Infecciosas de los Institutos Nacionales de Salud con el número de premio F30AI174787.

Andrés Wang

Dirección actual: Departamento de Inmunobiología, Facultad de Medicina de la Universidad de Yale, New Haven, CT, EE. UU.

Estos autores contribuyeron igualmente: Esther B. Florsheim, Nathaniel D. Bachtel

Departamento de Inmunobiología, Facultad de Medicina de la Universidad de Yale, New Haven, CT, EE. UU.

Esther B. Florsheim, Nathaniel D. Bachtel, Jaime L. Cullen, Fernando Carvalho, Cuiling Zhang y Ruslan Medzhitov

Facultad de Ciencias de la Vida, Universidad Estatal de Arizona, Tempe, AZ, EE. UU.

Esther B. Florsheim & Bruna GC Lima

Instituto de Biodiseño, Centro para la Salud a través de Microbiomas, Universidad Estatal de Arizona, Tempe, AZ, EE. UU.

Esther B. Florsheim

Departamento de Farmacología, Universidad de São Paulo, São Paulo, Brasil

Bruna GC Lima

Departamento de Medicina Comparada, Facultad de Medicina de la Universidad de Yale, New Haven, CT, EE. UU.

Bruna GC Lima, Mahdieh Godazgar, Carolina P. Chatain, Marcelo R. Zimmer y Marcelo O. Dietrich

Centro de Investigación de Inflamación, INSERM UMR1149, CNRS EMR8252, Universidad Paris Cité, París, Francia

Grégory Gautier y Pierre Launay

Departamento de Medicina (Reumatología, Alergia e Inmunología), Facultad de Medicina de la Universidad de Yale, New Haven, CT, EE. UU.

Andrés Wang

Instituto Médico Howard Hughes, Chevy Chase, MD, EE. UU.

Ruslan Medzhitov

Centro Tananbaum de Biología Humana Teórica y Analítica, Facultad de Medicina de la Universidad de Yale, New Haven, CT, EE. UU.

Ruslan Medzhitov

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EBF, NDB y RM concibieron y diseñaron el estudio. MOD y AW contribuyeron con ideas y conocimientos. EBF, NDB y JC llevaron a cabo pruebas de preferencia y experimentos de inflamación y generaron ratones BALB/c RMB y C57BL/6 IgE-KO. EBF, MRZ y MOD construyeron las jaulas iniciales del lickómetro y establecieron las pruebas de preferencia. BGCL, FC, CPC y MRZ llevaron a cabo las recolecciones de cerebros, la inmunotinción con FOS, el análisis iDisco y la cuantificación. MG llevó a cabo cirugías de vagotomía y pruebas de preferencia con ratones vagotomizados. CZ generó las quimeras FCER1. Datos analizados por EBF, NDB, JC, BGCL, MG, CPC, MRZ y MOD. GG y PL proporcionaron la cepa RMB. EBF, NDB y RM escribieron el manuscrito con aportaciones de JC, AW y MOD. Todos los autores revisaron y editaron el manuscrito y las figuras.

Correspondencia a Esther B. Florsheim o Ruslan Medzhitov.

AW recibió financiación de NGM Biopharmaceuticals para proyectos de investigación no relacionados con este estudio a través de la Oficina de Proyectos Patrocinados de Yale. Los autores no declaran otros intereses en competencia.

Nature agradece a Cezmi Akdis, Marc Rothenberg y los demás revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

a, Lamidos acumulativos de solución acuosa de botellas colocadas hacia la derecha o hacia la izquierda de ratones BALB/c sensibilizados con OVA/alum (derecha) (n = 15-18). b, Preferencia a la botella de agua ubicada en el lado derecho por parte de los ratones control y sensibilizados con OVA/alumbre (n = 15 control y 17 alérgicos). c, Ingesta de solución de agua y concentraciones variables de OVA en ratones de control el día 1 de la prueba de preferencia de dos botellas (n = 6 por concentración). d, Lamidos acumulativos a diferentes concentraciones de OVA de ratones sensibilizados con OVA/alumbre (n = 5-6 por concentración). e, Preferencia a diferentes concentraciones de OVA en ratones sensibilizados (n = 4-6 por concentración). f, Número total de lamidas durante la línea base de agua o la prueba OVA el día 1, determinado como la suma de lamidas de las dos botellas a los 200 min (n = 12-13 control y 15-16 alérgicos). g, preferencia a la solución de OVA al 1% dentro de los 10 minutos posteriores a la oferta de los dos biberones (n = 16 controles y 18 alérgicos). h, preferencia de OVA por ratones TRPM5 WT o KO sensibilizados con OVA/alumno (n = 5 WT y 6 TRPM5 KO). i, Protocolo experimental de sensibilización oral a OVA con toxina del cólera (CT). A los ratones se les administró ig OVA con o sin CT los días 0 y 7. Los controles recibieron OVA solo. j, Preferencia a OVA el día 1 de la prueba de preferencia (n = 5 controles y 5 sensibilizados por CT). km, número total de células cFos+ en el área postrema (AP), hipotálamo lateral (LH) y núcleo paraventricular del hipotálamo (PVN) de ratones sensibilizados con OVA/alumbre (n = 6 control y 6 alérgicos). Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ae y gm, prueba de Mann-Whitney de dos colas, f, ANOVA unidireccional con prueba de comparaciones múltiples de Dunn. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. Yo, Creado con BioRender.com.

Datos fuente

a, Protocolo experimental para determinar la inflamación celular en el intestino delgado tras provocación oral. Los ratones BALB/c se sensibilizaron con OVA/alum en los días 0 y 7 y se expusieron oralmente a OVA el día 20. Una hora más tarde, se aislaron y analizaron mediante citometría de flujo células del intestino delgado de la lámina propia (b) y la capa epitelial (c). . Los gráficos son representativos de dos experimentos independientes, n = 4-5 por grupo. Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. Prueba de Mann-Whitney de dos colas. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. a, Creado con BioRender.com.

Datos fuente

a, Lamidos acumulativos de solución de OVA de ratones hembra BALB/c o C57BL/6 sensibilizados con PBS/alumbre u OVA/alumbre. Después del día 1, los ratones recibieron botellas de agua, y en el día 2 de la prueba de preferencia de dos botellas, se ofrecieron botellas OVA en el lado opuesto del día 1 (n = 12 controles y 8 alérgicos BALB/cJ, 17 controles y alérgicos C57BL/6J). b, Preferencia a la solución OVA (n = 14 controles y 13 alérgicos BALB/cJ, 12 controles y 20 alérgicos C57BL/6J). c, IgE sérica total en ratones sensibilizados con OVA/alumbre y expuestos oralmente cinco veces (n = 6 controles y alérgicos BALB/cJ, 12 controles y 6 alérgicos C57BL/6J). d, IgG1 específica de OVA después de sensibilización alérgica y provocaciones (n = 6 controles y BALB/cJ alérgicos, 12 controles y 5 alérgicos C57BL/6J). e, El tiempo de tránsito gastrointestinal se determinó en la cuarta exposición oral con OVA en ratones control y sensibilizados con OVA/alumbre utilizando un ensayo de carmín rojo (n = 15 controles y 16 alérgicos BALB/cJ, 6 controles y alérgicos C57BL/6J). f, Corticosterona sistémica 1 h después de la quinta exposición a OVA en ratones control y BALB/c o C57BL/6 sensibilizados con OVA/alum (n = 14 controles y 13 BALB/cJ alérgicos, 6 controles y C57BL/6J alérgicos). g, MCPT-1 en el suero 1 h después de la quinta exposición oral a OVA (n = 6 controles y BALB/cJ alérgicos, 12 controles y 9 alérgicos C57BL/6J). h, Número de células positivas a cloroacetato esterasa (CAE) presentes en el yeyuno tras 5 pruebas orales de ratones control o alérgicos (n = 6 controles y 11 BALB/cJ alérgicos, 6 controles y C57BL/6J alérgicos). i, Imágenes representativas de secciones histológicas y tinción CAE de intestinos delgados (yeyuno) sensibilizados con OVA/alum de C57BL/6 y BALB/c con una magnitud de 10x e imágenes ampliadas a 40x. Las flechas indican células teñidas con CAE. Barras de escala = 50 µm. Los gráficos muestran la media ± sem a y ch, prueba de Mann-Whitney de dos colas, b, ANOVA de 2 vías con la prueba de comparaciones múltiples de Turquía. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes.

Datos fuente

a, Preferencia de bebida de BALB/c WT y FcεRI KO a OVA (n = 6 ratones WT y 8 FcεR1 KO). b, IgE sérica específica de OVA en ratones WT y FcεRI KO sensibilizados con OVA/alumbre (n = 6 ratones WT y 9 FceR1 KO). c, Niveles séricos de IgE específica de OVA (n = 3 control WT, 5 alérgicos WT, 7 control KO IL-4Ra y alérgicos). d, Prueba de preferencia de dos botellas en control y BALB/c IL-4Ra KO sensibilizado con OVA/alumbre (n = 3 control WT, 4 WT alérgico, 6 control IL-4Ra KO y alérgico). e, Número de neuronas cFos+ en AP, NTS, elPBN, CeA y LH de control o WT sensibilizado con OVA/alum y IgE KO analizados 90 minutos después de la primera exposición oral (n = 4-5 WT o IgE KO control o alérgicos por grupo). f, Protocolo experimental para la sensibilización ip a OVA y lipopolisacárido (LPS) en ratones WT e IgE KO C57BL/6. g, lamidos acumulativos de ratones C57BL/6 WT (izquierda) o IgE KO (derecha) sensibilizados ip con OVA/LPS (n = 6 WT y 6 IgE KO). h, preferencia a la solución OVA de los ratones control (solo LPS) y sensibilizados con OVA/LPS (n = 4 control WT, 5 alérgicos WT, 5 control IgE KO, 5 alérgicos IgE KO). i, IgE sérica total en ratones WT e IgE KO sensibilizados con OVA/LPS (n = 4 control WT, 5 alérgicos WT, 5 control IgE KO, 5 alérgicos IgE KO). j, Lamidos acumulativos durante la prueba de preferencia de dos botellas con agua y una solución que contiene el compuesto amargo benzoato de denatonio en ratones C57BL/6 IgE KO sensibilizados con OVA/alumbre (n = 5 IgE KO). k, Frecuencia de mastocitos peritoneales (izquierda), intestinales (centro) y basófilos sanguíneos (derecha) mediante citometría de flujo en el día 16 de ratones control WT o het/mut RMB después de 3 dosis de toxina diftérica (DT) los días 0, 2 y 4 (n = 6-7 WT y 5-12 RMB het/mut por grupo). Las barras de error indican SEM. *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ad y fk, prueba de Mann-Whitney de dos colas, e, ANOVA de dos vías con prueba de comparaciones múltiples de Bonferroni. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. f, Creado con BioRender.com.

Datos fuente

a, Protocolo experimental para el desarrollo de inflamación alérgica intestinal. Los ratones BALB/c WT fueron expuestos oralmente a OVA cinco veces (grupo 5x OVA), una vez el día 28 (grupo 4x H2O + 1x grupo OVA) o recibieron solo ig agua (grupo 5x H2O). Antes de las provocaciones con OVA, todos los ratones fueron sensibilizados sc con OVA y alumbre. b, El tiempo de tránsito gastrointestinal se determinó el día 28 tras la quinta sonda oral (n = 4-5 por grupo). c, IgE sérica total (izquierda) y anticuerpos IgG1 específicos de OVA (derecha) (n = 5 por grupo). d, Análisis de citometría de flujo de mastocitos del intestino delgado de la capa epitelial (izquierda) y la lámina propia (derecha) (n = 5 por grupo). e, Protocolo experimental para el análisis de la activación cerebral en ratones WT BALB/c alérgicos y de control. f, Imágenes de inmunofluorescencia del núcleo del tracto solitario (NTS), el área postrema (AP), la amígdala central (CeA) y el núcleo parabraquial externo lateral (elPBN) del control (n = 5-6) o alérgicos sensibilizados con OVA/alum (n = 3-6) ratones que usan anticuerpo anti-cFos, 90 minutos después de la última exposición a OVA. Barras de escala = 20 µm. g, Número de neuronas cFos+ en NTS, AP, elPBN y CeA de ratones control o sensibilizados con OVA/alum. Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01. Prueba de Mann-Whitney de dos colas. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. a,e, Creado con BioRender.com.

Datos fuente

a, Protocolo experimental para el desarrollo de inflamación alérgica intestinal y anafilaxia sistémica. Los ratones alérgicos BALB/c WT y IgE KO de camada se sensibilizaron con OVA/alumbre, mientras que los ratones de control recibieron alumbre solo. Todos los ratones fueron expuestos oralmente a OVA. b, Temperatura rectal a lo largo del tiempo (izquierda) y variación máxima de la temperatura (derecha) después de la exposición sistémica a OVA en el día 1 (n = 4 control WT y n = 5 alérgicos, control IgE KO y alérgicos). c, anticuerpos séricos IgE (izquierda) e IgG1 (derecha) específicos de OVA después de cinco provocaciones orales con OVA (n = 13-17 por grupo L, n = 5-9 por grupo R). d, el tiempo de tránsito gastrointestinal se determinó el día 31 después de la exposición a OVA (n = 7 controles WT, 10 alérgicos WT, 10 controles IgE KO, 8 alérgicos IgE KO). e, Niveles sistémicos de corticosterona 1 h después de la quinta exposición a OVA en ratones control y sensibilizados con OVA/alumbre (n = 14 controles WT y alérgicos, 5 controles IgE KO y alérgicos). fg, Análisis de citometría de flujo de células aisladas del intestino delgado de la capa epitelial (izquierda) y la lámina propia (centro y derecha) (n = 8 control WT y alérgicos, 6 control IgE KO, 5 alérgicos IgE KO, f) (n = 11 control WT, 13 alérgicos WT, 10 control IgE KO, 7 alérgicos IgE KO, g). h, Análisis de citometría de flujo de mastocitos entéricos (células CD45+ CD19- CD3- CD11b- CD117int FcεRI+) del intestino delgado de ratones BALB/c WT sensibilizados con OVA/alum después de la exposición a OVA. Los controles fueron sensibilizados con alumbre solo y expuestos a OVA oral. Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. Prueba de Mann-Whitney de dos colas. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. a, Creado con BioRender.com.

Datos fuente

ac, e, Preferencia de bebida a la solución de OVA por ratones WT BALB/c sensibilizados con OVA/alumbre a los que se les administraron antagonistas de los receptores de histamina H1 y H2 (loratadina y famotidina), inhibidor de la síntesis de serotonina (paraclorofenilalanina), antagonista del receptor 3 de serotonina (ondansetrón), sustancia P antagonista del receptor NK1 (aprepitant), inhibidor del receptor CGRP (BIBN4096), inhibidor de la ciclooxigenasa (indometacina) o sus respectivas soluciones de vehículo antes de la prueba de preferencia (consulte Materiales y métodos para n para cada grupo). d, Preferencia a OVA en ratones C57BL/6 WT o sustancia P KO sensibilizados por vía oral con OVA y toxina del cólera (n = 4 control WT, 5 alérgicos WT, 6 control de Sustancia P KO, 5 alérgicos a Sustancia P KO). f, niveles de expresión de Alox5 en los compartimentos epitelial y de lámina propia del intestino delgado de ratones BALB/c WT o IgE KO sensibilizados con PBS/alumbre (control) u OVA/alumbre (sensibilizado) (n = 4 WT control, 5 WT alérgicos , 4 IgE KO control, 5 IgE KO alérgico). g, Comparación de la expresión génica en células inmunitarias intestinales BALB/c a partir de datos publicados de scRNA-seq de ratones alérgicos (Xu et al., Immunity, 2019). h, Doble cambio en los eicosanoides duodenales de ratones WT alérgicos o LTC4S KO en relación con el promedio de ratones WT de control (izquierda) y picomoles de leucotrienos detectados por mg de tejido duodenal (derecha) detectados por espectrometría de masas (n = 3 control WT, 5 WT alérgico, 3 LTC4s KO alérgico). i, Concentraciones totales de IgE específica de OVA en ratones WT alérgicos o LTC4S KO en el momento de la prueba de comportamiento (n = 6 alérgicos WT, 5 alérgicos a LTC4s KO). j, IgE total y específica de OVA en ratones WT alérgicos o CysLTR2 KO en el momento de la prueba de comportamiento (n = 5 alérgicos WT, 5 alérgicos CysLTR2 KO). k, Tinción del núcleo motor dorsal del vago después de la inyección ip de fluorogold en ratones BALB/c simulados y vagotomizados para confirmar la eficacia de la vagotomía subdiafragmática. Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ae y ij, prueba de Mann-Whitney de dos colas, fh, ANOVA unidireccional con la prueba de comparaciones múltiples de Turquía. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes.

Datos fuente

a, niveles séricos de GDF15 inducidos por administración de OVA oral (izquierda) (n = 3-8 controles y 3-10 alérgicos por momento) o intravenosa (derecha) (n = 4 controles y 4 alérgicos por momento) en ratones BALB/c sensibilizados . bd, Inducción de GDF15 en suero después de provocaciones con alérgenos orales en BALB/c y C57BL/6 sensibilizados con OVA/alumbre (n = 4 C57BL/6J, 9 BALB/cJ)(b), IgE KO (n = 9 WT, 15 IgE KO) (c), o RMB empobrecido en mastocitos (n = 5-8 ratones WT, 5-10 MC Dep por punto de tiempo) (d) ratones. e, Inducción de GDF15 sérico en ratones control y sensibilizados después de la administración del inhibidor de la 5-lipoxigenasa zileutón durante los desafíos orales con OVA (n = 5 vehículo de control, 5 vehículo alérgico, 5 zileutón de control, 4 zileutón alérgico). f, Cambio en veces en las transcripciones de ARNm de Gdf15 en los tejidos intestinales de ratones BALB/c sensibilizados con OVA/alum en relación con los grupos de control (n = 9 alérgicos WT normalizados a las transcripciones promedio de 7 ratones de control WT por tejido). g, transcripciones de ARNm de Gdf15 en el duodeno (izquierda) y el colon (derecha) en ratones sensibilizados (n = 7 control WT, 9 alérgicos WT, 6 alérgicos a IgE KO, 5 alérgicos a MC Dep). Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ad, prueba T de Student de dos colas, e, prueba de Mann-Whitney de dos colas, g, ANOVA unidireccional con prueba de comparaciones múltiples de Dunett. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes.

Datos fuente

a, transcripciones de Fcεr1a (verde), EPCAM (gris) y GDF15 (rojo) en tejidos intestinales en ratones sensibilizados y de control con OVA/alum BALB/c mediante RNAScope. Barras de escala = 50 µm. bc, Análisis de la distribución intestinal de células que expresan FcεR1 (b) y células que expresan GDF15 (c) de ratones WT o IgE KO sensibilizados alérgicos y de control (n = 4 control WT, 5 alérgicos WT, 4 alérgicos a IgE KO por grupo). La cuantificación se realizó mediante la técnica RNAscope. d, Análisis de colocalización de GDF15 que expresa células colónicas y células que expresan el marcador de células epiteliales, EPCAM utilizando la suma de todos los ratones alérgicos WT 5. Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ANOVA bidireccional por genotipo/estado de sensibilización y región anatómica. Representativo de dos experimentos independientes.

Datos fuente

a, lamidos acumulativos de OVA a lo largo del tiempo y (b) lamidos totales de OVA y agua en ratones RMB con depleción de mastocitos retirados con rGDF15 (mg/kg) de un experimento perteneciente a la Fig. 4e (n = 3 control WT, 5 WT alérgico, 4 MC Dep, 6 MC Dep + 0,001 mg/kg, 6 MC Dep + 0,01 mg/kg, 7 MC Dep + 0,1 mg/kg rGDF15). c, se sensibilizaron ratones BALB/c con OVA/alumbre y se trataron con un anticuerpo bloqueador de GDF15 de ratón o control de isotipo 5 h antes de la prueba de preferencia de dos botellas. d, anticuerpos IgE total (izquierda), IgE específica de OVA (centro) e IgG1 específica de OVA (derecha) después del tratamiento con anticuerpos neutralizantes GDF15 (n = 11 isotipo, 10 aGDF15). e, Lamidos acumulativos durante la prueba de preferencia de dos botellas de control de isotipo (izquierda) o ratones tratados con anticuerpo bloqueador de GDF15 (derecha) (n = 6 isotipo, 6 aGDF15). f, preferencia de OVA de ratones sensibilizados con OVA/alumbre que recibieron anticuerpo bloqueador de GDF15 o control de isotipo 5 h antes del ensayo de comportamiento (n = 6 isotipo, 4 aGDF15). Los gráficos muestran la media ± sem *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001. ab, ANOVA unidireccional con prueba de comparaciones múltiples de Dunnett, d, prueba t de Student de dos colas, f, prueba de Mann-Whitney de dos colas. Cada panel es representativo de al menos dos experimentos independientes. c, Creado con BioRender.com.

Datos fuente

Estrategia de activación para poblaciones de células inmunitarias.

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Reimpresiones y permisos

Florsheim, EB, Bachtel, ND, Cullen, JL et al. La detección inmunológica de alérgenos alimentarios promueve una conducta de evitación. Naturaleza (2023). https://doi.org/10.1038/s41586-023-06362-4

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Recibido: 13 de junio de 2022

Aceptado: 22 de junio de 2023

Publicado: 12 de julio de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-023-06362-4

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Naturaleza (2023)

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